Energy and Pro-/Antioxidant Metabolism of Rhodiola rosea L. Buds During the Annual Growth Cycle

Capa

Citar

Texto integral

Acesso aberto Acesso aberto
Acesso é fechado Acesso está concedido
Acesso é fechado Somente assinantes

Resumo

Data on changes in the energy status and pro-/antioxidant metabolism activity at different stages of the dormancy and upon emergence from it in Rhodiola rosea L. buds were obtained. A significant degree of water content (70–75%) and a low proportion of free water (50%) during the overwintering of buds were demonstrated. The freezing temperature of free water ranged from –6°C to –8°C, reflecting the high degree of meristematic tissues adaptation to low temperatures. During autumn-winter morphogenesis (from August to January), buds demonstrated stable rates of heat generation and O2 uptake, and a high proportion of cytochrome respiration (more than 70%). In January, compared to autumn, a significant increase in the rate and efficiency of energy storage and an increase in provxidant levels (the content of thiobarbituric acid reactive substances (TBARS) and H2O2 content) were observed. During dormancy emergence in spring, an increase in rate of heat production and respiratory capacity, but a decrease in the energetically efficiency of respiration were observed. Compared to the autumn-winter period, the activity of energetically inefficient alternative respiration increased 4.5 times in spring, suggesting the involvement of alternative oxidase in maintaining pro-/antioxidant metabolism and plant adaptation to spring temperature fluctuations and increased insolation. In spring, compared to the dormant period, we observed a peak in provxidants accumulation and antioxidant enzymes activity. The maximal diversity and activity of SOD isoforms during spring morphogenesis may be related to the accumulation of H2O2 in various cellular compartments, as a stable ROS and an important signaling molecule. We concluded that Rhodiola rosea plants adapted to more favorable conditions do not exhibit the deep, organic dormancy which is characteristic of natural conditions. Energy metabolism parameters, the capacity and ratio of the cytochrome and alternative respiratory pathways, provxidants content and antioxidant enzymes activity can serve as physiological and biochemical markers of dormancy maintenance and emergence in Rhodiola rosea buds.

Sobre autores

S. Maslova

Institute of Biology of Komi Science Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences

Email: maslova@ib.komisc.ru
Syktyvkar, Russian Federation

M. Shelyakin

Institute of Biology of Komi Science Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences

Syktyvkar, Russian Federation

E. Silina

Institute of Biology of Komi Science Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences

Syktyvkar, Russian Federation

R. Malyshev

Institute of Biology of Komi Science Centre of the Ural Branch of the Russian Academy of Sciences

Syktyvkar, Russian Federation

Bibliografia

  1. Lang G.A., Early J.D., Martin G.C., Darnell R.L. Endo-, para-, and ecodormancy: physiological terminology and classification for dormancy research // HortScience. 1987. V. 22. P. 371. https://doi.org/10.21273/HORTSCI.22.3.371
  2. Considine M.J., Considine J.A. On the language and physiology of dormancy and quiescence in plants // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 3189. https://doi.org/10.1093/jxb/env138
  3. Anderson J.V., Chao W.S., Horvath D.P. Review: a current review on the regulation of dormancy in vegetative buds // Weed Sci. 2001. V. 49. P. 581. https://doi.org/10.1614/0043-1745(2001)049[0581:rcrotr]2.0.co;2
  4. Shangguan L., Chen M., Fang X., Xie Z., Gong P. Comparative transcriptome analysis provides insight into regulation pathways and temporal and spatial expression characteristics of grapevine (Vitis vinifera) dormant buds in different nodes // BMC Plant Biol. 2020. V. 20. P. 390. https://doi.org/10.1186/s12870-020-02583-1
  5. Beauvieux R., Wenden B., Dirlewanger E. Bud dormancy in perennial fruit tree species: a pivotal role for oxidative cues // Front. Plant Sci. 2018. V. 9. P. 657. https://doi.org/10.3389/fpls.2018.00657
  6. Pérez F.J., Rubio S., Ormeño-Núñez J. Is erratic bud-break in grapevines grown in warm winter areas related to disturbances in mitochondrial respiratory capacity and oxidative metabolism? // Funct. Plant Biol. 2007. V. 34. P. 624. https://doi.org/10.1071/FP06272
  7. Li D., Tan Y., Yu Q., Chen X.-D., Li L., Zhang H.-S., Gao D.-S. Effects of photoperiod on alternative respiration pathway in nectarine flower buds during dormancy induction // Agr. Sci. China. 2011. V. 10. P. 1881. https://doi.org/10.1016/S1671-2927(11)60188-0
  8. Velappan Y., Chabikwa T.G., Considine J.A., Agudelo-Romero P., Foyer C.H. The bud dormancy disconnect: latent buds of grapevine are dormant during summer despite a high metabolic rate // J. Exp. Bot. 2022. V. 73. P. 2061. https://doi.org/10.1093/jxb/erac001
  9. Parada F., Noriega X., Dantas D., Bressan-Smith R., Pérez F.J. Differences in respiration between dormant and non-dormant buds suggest the involvement of ABA in the development of endodormancy in grapevines // J. Plant Physiol. 2016. V. 201. P. 71. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2016.07.007
  10. Golovko T.K., Garmash E.V. Plant respiration: classical and current notions // Rus. J. Plant Physiol. 2022. V. 69. P. 108. https://doi.org/10.1134/S1021443722060073
  11. Porcher A., Montrichard F., Lebrec A., Lothier J., Vian A. Ascorbate glutathione-dependent H2O2 scavenging is an important process in axillary bud outgrowth in rosebush // Ann. Bot. 2020. V. 126. P. 1049. https://doi.org/10.1093/aob/mcaa130
  12. Porcher A., Guérin V., Leduc N., Lebrec A., Lothier J., Vian A. Ascorbate-glutathione pathways mediated by cytokinin regulate H2O2 levels in light-controlled rose bud burst // Plant Physiol. 2021. V. 186. P. 910. https://doi.org/10.1093/plphys/kiab123
  13. Pérez F.J., Noriega X., Rubio S. Hydrogen peroxide increases during endodormancy and decreases during budbreak in grapevine (Vitis vinifera L.) buds // Antioxidants. 2021. V. 10. P. 873. https://doi.org/10.3390/antiox10060873
  14. Kuroda H., Sugiura T., Ito D. Changes in hydrogen peroxide content in flower buds of japanese pear (Pyrus pyrifolia Nakai) in relation to breaking of endodormancy // J. Jpn. Soc. Hortic. Sci. 2002. V. 71. P. 610. https://doi.org/10.2503/jjshs.71.610
  15. Maslova S.P., Shelyakin M.A., Silina E.V., Malyshev R.V., Dalke I.V. Energy and pro-/antioxidant metabolism of Heracleum sosnowskyi Manden. buds during the winter dormancy // Rus. J. Plant Physiol. 2024. V. 71. P. 123. https://doi.org/10.1134/S1021443724605780
  16. Anghelescu I.-G., Edwards D., Seifritz E., Kasper S. Stress management and the role of Rhodiola rosea: a review // Int. J. Psychiatry Clin. Pract. 2018. V. 22. P. 242. https://doi.org/10.1080/13651501.2017.1417442
  17. Нухимовский Е.Л. Начальные этапы биоморфогенеза Rhodiola rosea L., выращиваемой в Московской области // Растительные ресурсы. 1976. Т. 12. С. 348.
  18. Дальке И. В. Эколого-физиологические и морфологические характеристики Rhodiola rosea L. из арктической и уральской частей ареала: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. Санкт-Петербург: ИБ Коми НЦ УрО РАН, 2002. 24 с.
  19. Малышев Р.В. Определение свободной и связанной воды в растительных тканях с различным осмотическим давлением, сравнительный анализ метода высушивания над водоотнимающей средой и дифференциальной сканирующей калориметрии // Успехи современной биологии 2021. Т. 141. С. 164. https://doi.org/10.31857/S004213242102006X
  20. Hansen L.D., Hopkin M.S., Rank D.R., Anekonda T.S., Breidenbach R.W., Criddle R.S. The relation between plant growth and respiration: a thermodynamic model // Planta. 1994. V. 194. P. 77. https://doi.org/10.1007/BF00201037
  21. Heath R.L., Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts // Arch. Biochem. Biophys. 1968. V. 125. P. 189. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1
  22. Силина Е.В., Малышев Р.В., Захохзий И.Г. Оптимизация методики подготовки антоциансодержащих экстрактов растительных образцов для количественного определения содержания пероксида водорода хемилюминесцентным методом // Физиология растений. 2025. Т. 72. С. 70. https://doi.org/10.31857/S0015330325010079
  23. Beauchamp C., Fridovich I. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels // Anal. Biochem. 1971. V. 44. P. 276. https://doi.org/10.1016/0003-2697(71)90370-8
  24. Nakano Y., Asada K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts // Plant Cell Physiol. 1981. V. 22. P. 867. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a076232
  25. Aebi H. Catalase in vitro // Methods in enzymology. San Diego: Academic Press, 1984. V. 105. P. 121. https://doi.org/10.1016/S0076-6879(84)05016-3
  26. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
  27. Miszalski Z., Ślesak I., Niewiadomska E., Bączek-Kwinta R., Lüttge U., Ratajczak R. Subcellular localization and stress responses of superoxide dismutase isoforms from leaves in the C3-CAM intermediate halophyte Mesembryanthemum crystallinum L. // Plant Cell Environ. 1998. V. 21. P. 169. https://doi.org/10.1046/j.1365-3040.1998.00266.x
  28. Морозова Л.М., Степанова А.В., Магомедова М.А. Эколого-фитоценотическая приуроченность, возрастной состав ценопопуляций и запас корневищ Rhodiola rosea L. на Приполярном Урале // Растительные ресурсы. 1997. Т. 33. С. 3.
  29. Фролов Ю.М., Полетаева И.И. Родиола розовая на Европейском Северо-Востоке. Екатеринбург: УрО РАН, 1998. 192 с.
  30. Ким Е.Ф. Родиола розовая (золотой корень) сем. Толстянковых и биологические основы введения ее в культуру: Автореф. дис. ... докт. биол. наук. Новосибирск, 1999. 31 с.
  31. Kovaleva N.P., Tikhomirov A.A., Dolgushev V.A. Specific characteristics of Rhodiola rosea growth and development under the photoculture conditions // Rus. J. Plant Physiol. 2003. V. 50. P. 527. https://doi.org/10.1023/A:1024781025696
  32. Maslova S.P., Tabalenkova G.N., Malyshev R.V., Golovko T.K. Seasonal changes in growth and metabolic activity of underground shoots of yarrow // Rus. J. Plant Physiol. 2013. V. 60. P. 821. https://doi.org/10.1134/S1021443713060071
  33. Казаринова Н.В. Эколого-биологические особенности Rhodiola rosea в горном Алтае // Известия Сибирского отделения Академии наук СССР. 1977. Т. 15. С. 38.
  34. Porcher A., Guérin V., Macherel D., Lebrec A., Satour P., Lothier J., Vian A. High expression of ALTERNATIVE OXIDASE2 in latent axillary buds suggests its key role in quiescence maintenance in rosebush // Plant Cell Physiol. 2023. V. 64. P. 165. https://doi.org/10.1093/pcp/pcac153
  35. Garmash E.V. Signal pathways for regulation of plant alternative oxidase genes' expression // Rus. J. Plant Physiol. 2022. V. 69. P. 1. https://doi.org/10.1134/S102144372010058
  36. Malyshev R.V., Shelyakin M.A., Golovko T.K. Bud dormancy breaking affects respiration and energy balance of bilberry shoots in the initial stage of growth // Rus. J. Plant Physiol. 2016. V. 63. P. 409. https://doi.org/10.1134/S1021443716030092
  37. Chen X.-J., Xia X.-J., Guo X., Zhou Y.-H., Shi K., Zhou J., Yu J.-Q. Apoplastic H2O2 plays a critical role in axillary bud outgrowth by altering auxin and cytokinin homeostasis in tomato plants // New Phytol. 2016. V. 211. P. 1266. https://doi.org/10.1111/nph.14015
  38. Sauer H., Wartenberg M., Hescheler J. Reactive oxygen species as intracellular messengers during cell growth and differentiation // Cell Physiol. Biochem. 2001. V. 11. P. 173. https://doi.org/10.1159/000047804
  39. Ionescu I.A., López-Ortega G., Burow M., Bayo-Canha A., Junge A. Transcriptome and metabolite changes during hydrogen cyanamide-induced floral bud break in sweet cherry // Front. Plant Sci. 2017. V. 8. P. 1233. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01233
  40. Kuroda H., Sugiura T., Sugiura H. Effect of hydrogen peroxide on breaking endodormancy in flower buds of japanese pear (Pyrus pyrifolia Nakai) // J. Jpn. Soc. Hortic. Sci. 2005. V. 74. P. 255. https://doi.org/10.2503/jjshs.74.255
  41. Hernández J.A., Acosta-Motos J.R., Alburaquerque N., Martínez D., Carrera E., García-Bruntón J., Barba-Espín G. Interplay among antioxidant system, hormone profile and carbohydrate metabolism during bud dormancy breaking in a high-chill peach variety // Antioxidants. 2021. V. 10. P. 560. https://doi.org/10.3390/antiox10040560
  42. Gupta S., Dong Y., Dijkwel P.P., Mueller-Roeber B., Gechev T.S. Genome-wide analysis of ROS antioxidant genes in resurrection species suggest an involvement of distinct ROS detoxification systems during desiccation // Int. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 3101. https://doi.org/10.3390/ijms20123101

Arquivos suplementares

Arquivos suplementares
Ação
1. JATS XML
Baixar

Declaração de direitos autorais © Russian Academy of Sciences, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».