Rare Plant of Central Yakutia Polygala sibirica L.: Phytochemical Profile and In Vitro Morphogenic Culture

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

Polygala sibirica L. is a rare and endangered plant species that is listed in the Red Book of the Republic of Sakha (Yakutia) under category “3 c” as a species with a narrow ecological limitation to limestone rock outcrops. For the first time, the phytochemical profile of the above-ground phytomass of P. sibirica growing in Central Yakutia was studied, and in vitro culture induction was performed. Using HPLC-MS/MS and tandem mass spectrometry methods, 74 compounds were allegedly identified in methanol extracts of the above-ground phytomass of the P. sibirica, of which 40 compounds were identified for the first time within the genus Polygala L., including 22 polyphenolic compounds: flavones (isoformononetin, syringetin, apigenin 7-O-glucoside, etc.), flavonols (herbacetin, myricetin, etc.), flavan-3-ols (afselequin, epicatechin, etc.), flavanones (hesperitin, eriocitrin), phenolic acid, and anthocyanins. A primary callus culture of P. sibirica was based on leaf explants of intact plants with the study of the dynamics of growth of raw and dried cell biomass. On the basis of callus tissue, indirect morphogenesis with abundant shoot formation is initiated. Thus, the basis has been laid for the subsequent propagation of the rare plant P. sibirica for the purpose of reintroduction in the conditions of the Yakut Botanical Garden.

About the authors

Zh. M. Okhlopkova

North-Eastern Federal University

Email: zhm.okhlopkova@s-vfu.ru
Yakutsk, Russia

M. P. Razgonova

Vavilov All-Russia Institute of Plant Genetic Resources (VIR); Far Eastern Federal University, Advanced Engineering School Institute of Biotechnology, Bioengineering, and Food Systems

Email: zhm.okhlopkova@s-vfu.ru
St. Petersburg, Russia; Vladivostok, Russia

E. V. Kucharova

North-Eastern Federal University

Email: zhm.okhlopkova@s-vfu.ru
Yakutsk, Russia

P. S. Egorova

Institute for Biological Problems of Cryolithozone, Siberian Branch, Russian Academy of Sciences

Email: zhm.okhlopkova@s-vfu.ru
Yakutsk, Russia

K. S. Golokhvast

Vavilov All-Russia Institute of Plant Genetic Resources (VIR); Siberian Federal Scientific Center of Agrobiotechnologies, Russian Academy of Sciences; National Research Tomsk State University, National Educational Center School of Advanced Engineering Studies Agrobiotech; Far Eastern Federal University, Advanced Engineering School Institute of Biotechnology, Bioengineering, and Food Systems

Author for correspondence.
Email: zhm.okhlopkova@s-vfu.ru
St. Petersburg, Russia; Krasnoobsk, Russia; Tomsk, Russia; Vladivostok, Russia

References

  1. Красная книга Республики Саха (Якутия). Т.1: Редкие и находящиеся под угрозой исчезновения виды растений и грибов / Отв. ред. Н.С. Данилова. Москва: Реарт, 2017. 412 с.
  2. Егорова А.А. Сосудистые растения Юго-Западной Якутии. Новосибирск: Наука, 2013. 203 с.
  3. Chen S.K., Li H., Chen B.Y. Flora of China. Beijing, China: Science Press, 1997. 195 p.
  4. Wu Z.Y., Li X.W. Yunnan Plant Annals. Beijing, China: Science Press, 1983. 287 p.
  5. Luo X.R. Practical color atlas of Chinese herbal medicine. Guangzhou, China: Guangdong Science and Technology Press, 1995. 16 p.
  6. Yu H.Z., Wu H. Studies on anti-snake venom activity of ethanol extract from Polygala sibirica L. var megalopha Fr. // Chin. J. Ethnomed. Ethnopharm. 2008. V. 17. P. 3.
  7. Wei Y.J., Zhou Q.J., Huang S.Y., Zhou J., Zhang J.M., Wan Y., Wu H. Extraction and purification of Polygala sibirica L. var megalopha Fr. Polysaccharides // J. Jiangsu Norm. Univ. Nat. Sci. Ed. 2014. V. 31. P. 60.
  8. Wan Y., Yu H.Z., Ye L., Zhang F.R., Wu H. Flavonol and xanthone derivatives from Polygala sibirica L. var megalopha Fr. // J. Southwest. Univ. 2006. V. 7. P. 51.
  9. Минаева В.Г. Лекарственные растения Сибири. Новосибирск: Наука. Сибирское отделение, 1991. 431 с.
  10. Макаров А.А. Лекарственные растения Якутии. Якутск: Бичик, 2001. 127 с.
  11. Борисова С.З. Степи Центральной Якутии: интродукционный очерк. Новосибирск: Наука, 2008. 96 с.
  12. Данилова Н.С. Результаты интродукции редких и эндемичных растений Якутии в Якутском ботаническом саду // Наука и образование. 2017. № 1. С. 97.
  13. Iapichino G. Improved micropropagation in Polygala myrtifolia // In vitro cellular and developmental biology – Plant. 2004. V. 40(1). P. 86. https://doi.org/10.1079/IVP2003478
  14. Georges D., Le Hir F. Multiplication in vitro d’une espèce menacée, endémique de l’île de La Martinique: Polygala antillensis Chodat, Polygalaceae // Acta Bot. Gallica. 2008. V. 155(4). P. 477. https://doi.org/10.1080/12538078.2008.10516127
  15. Victório C.P., Carriço J.B., Lage C.L.S. Polygala paniculata: a source of methyl salicylate produced through plant tissue culture // Rev. Ceres. 2011. V. 58(3). P. 269. https://doi.org/10.1590/S0034-737X2011000300003
  16. Yang G., Luo J., Mo Y.W., Chen H.F. Tissue culture and rapid propagation in vitro of Polygala fallax // Plant Physiol. J. 2016. V. 52(3). P. 349. https://doi.org/10.13592/j.cnki.ppj.2015.0688
  17. Nery L.A., Batista D.S., Rocha D.I., Felipe S.H.S., Queiroz M.da.S., Silva P.O., Ventrella M.C., Otoni W.C. Leaf development and anatomy of in vitro-grown Polygala paniculata L. are affected by light quality, gelling agents, and sucrose // Vegetos. 2021. V. 34. P. 19. https://doi.org/10.1007/s42535-021-00192-3
  18. Носов А.М. Методы оценки и характеристики роста культур клеток высших растений // Молекулярно-генетические и биохимические методы в современной биологии растений / Под ред. Вл.В. Кузнецова, В.В. Кузнецова, Г.А. Романова. Москва: Бином. Лаборатория знаний, 2012. С. 386.
  19. Wang F., Huang S., Chen Q., Hu Z., Li Z., Zheng P., Liu X., Li S., Zhang S., Chen J. Chemical characterisation and quantification of the major constituents in the Chinese herbal formula Jian-Pi-Yi-Shen pill by UPLC-Q-TOF-MS/MS and HPLC-QQQ-MS/MS // Phytochem. Anal. 2020. V. 31(6). P. 915. https://doi.org/10.1002/pca.2963
  20. Trifan A., Zengin G., Sinan K.I., Sieniawska E., Sawicki R., Maciejewska-Turska M., Skalikca-Wozniak K., Luca S.V. Unveiling the phytochemical profile and biological potential of five Artemisia species // Antioxidants. 2022. V. 11(5). P. 1017. https://doi.org/10.3390/antiox11051017
  21. Ikeya Y., Sugama K., Maruno M. Xanthone C-glycoside and acylated sugar from Polygala tenuifolia // Chem. Pharm. Bull. 1994. V. 42(11). P. 2305. https://doi.org/10.1248/cpb.42.2305
  22. Yin Y., Zhang K., Wei L., Chen D., Chen Q., Jiao M., Li X., Huang J., Gong Z., Kang N., Li F. The molecular mechanism of antioxidation of hiolisu oral liquid based on serum analysis and network analysis // Front Pharmacol. 2021. V. 12. P. 710976. https://doi.org/10.3389/fphar.2021.710976
  23. Belmehdi O., Bouyahya A., Jeko J., Cziaky Z., Zengin G., Sotko G., El Baaboua A., Senhaji N.S., Abrini J. Synergistic interaction between propolis extract, essential oils, and antibiotics against Staphylococcus epidermidis and methicillin resistant Staphylococcus aureus // Int. J. Second Metab. 2021. V. 8(3). P. 195. https://doi.org/10.21448/ijsm.947033
  24. Zengin G., Mahomoodally M.F., Sinan K.I., Ak G., Etienn-e O.K., Sharmeen J.B., Brunetti L., Leone S., Di Simone S.C., Recinella L., Chiavaroli A., Menghini L., Orlando G., Jekő J., Cziaky Z., Ferrante C. Chemical composition and biological properties of two Jatropha species: Different parts and different extraction methods // Antioxidants. 2021. V. 10(5). P. 792. https://doi.org/10.3390/antiox10050792
  25. Xu L.L., Xu J.J., Zhong K.R., Shang Z.P., Wang F., Wang R.F., Liu B. Analysis of non-volatile chemical constituents of Menthae haplocalycis herba by ultra-high performance liquid chromatography – high resolution mass spectrometry // Molecules. 2017. V. 22(10). P. 1756. https://doi.org/10.3390/molecules22101756
  26. Hamed A.R., El-Hawary S.S., Ibrahim R.M., Abdelmohsen U.R., El-Halawany A.M. Identification of chemopreventive components from halophytes belonging to Aizoaceae and Cactaceae through LC/MS bioassay guided approach // J. Chrom. Sci. 2021. V. 59(7). P. 618. https://doi.org/10.1093/chromsci/bmaa112
  27. Huang Y., Yao P., Leung K.W., Wang H., Kong X.P., Wang L., Dong T.T.X., Chen Y., Tsim K.W.K. The yin-yang property of Chinese medicinal herbs relates to chemical composition but not anti-oxidative activity: an illustration using spleen-meridian herbs // Front. Pharmacol. 2018. V. 9. P. 1304. https://doi.org.https://doi.org/10.3389/fphar.2018.01304
  28. Li T.-Z., Zhang W.-D., Yang G.-J., Liu W.-Y., Liu R.-H., Zhang C., Chen H.-S. New flavonol glycosides and new xanthone from Polygala japonica // J. Asian Nat. Prod. Res. 2006. V. 8(5). P. 401. https://doi.org/10.1080/10286020500172558
  29. Song Y.-L., Zhou G.-S., Zhou S.-X., Jiang Y., Tu P.-F. Polygalins D–G, four new flavonol glycosides from the aerial parts of Polygala sibirica L. (Polygalaceae) // Natural Product Research: Formerly Natural Product Letters. 2013. V. 27(13). P. 1220. https://doi.org/10.1080/14786419.2012.724412
  30. Huang Y.-J., Zhou L.-Y., Wang J.-M., Li Q., Geng Y.-Y., Liu H.-Y., Hua Y. Two New Flavonol Glycosides from Polygala sibirica L. var megalopha Fr. // Molecules. 2015. V. 20(12). P. 21494. https://doi.org/10.3390/molecules201219775
  31. Geng P., Sun J., Zhang M., Li X., Harnly J. M., Chen P. Comprehensive characterization of C-°glycosyl flavones in wheat (Triticum aestivum L.) germ using UPLC°-PDA°-ESI/HRMSn and mass defect filtering // J. Mass Spectrom. 2016, V. 51(10). P. 914. https://doi.org/10.1002/jms.3803
  32. Abu-Reidah I.M., Ali-Shtayeh M.S., Jamous R.M., Arraes-Roman D., Segura-Carretero A. HPLC–DAD–ESI-MS/MS screening of bioactive components from Rhus coriaria L. (Sumac) fruits // Food Chem. 2015. V. 166. P. 179. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.06.011
  33. Yin N.-W., Wang S.-X., Jia L.-D., Zhu M.-C., Yang J., Zhou B.-J., Yin J.-M., Lu K., Wang R., Li J.-N., Qu C.-M. Identification and characterization of major constituents in different-colored rapeseed petals by UPLC−HESI-MS/MS // Agricult. Food Chem. 2019. V. 67(40). P. 11053. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b05046
  34. El-Sayed M.A., Abbas F.A., Refaat S., El-Shafae A.M., Fikry E. UPLC-ESI-MS/MS profile of the ethyl acetate fraction of aerial parts of Bougainvillea “Scarlett O’Hara” cultivated in Egypt // Egypt. J. Chem. 2020. V. 64(2). P. 793. https://doi.org/10.21608/ejchem.2020.45694.2933
  35. Zapesochnaya G.G., Kurkin V.A., Shchavlinskii A.N. Flavonoids of the above-ground part of Rhodiola rosea. II. Structure of novel glycosides of herbacetin and gossypetin // Chem. Nat. Compd. 1985. V. 4. P. 496.
  36. Aabideen Z.U., Mumtaz M.W., Akhtar M.T., Mukhtar H., Raza S.A., Touqeer T., Saari N. Anti-obesity attributes; UHPLC-QTOF-MS/MS-based metabolite profiling and molecular docking insights of Taraxacum officinale // Molecules. 2020. V. 25(21). P. 4935. https://doi.org/10.3390/molecules25214935
  37. Chen Y., Cai X., Li G., He X., Yu X., Yu X., Xiao Q., Xiang Z., Wang C. Chemical constituents of radix Actinidia chinensis planch by UPLC-QTOF-MS // Biomed. Chromatogr. 2021. 35(7). e5103. https://doi.org/10.1002/bmc.5103
  38. Zhou Y.-H., Zhang S.-Y., Guo Q., Chai X.-Y., Jiang Y., Tu P.-F. Chemical investigation of the roots of Polygala sibirica L. // Chin. J. Nat. Med. 2014. V. 12(3). P. 225.
  39. Hassan W., Abdelaziz S., Yousef H. Chemical composition and biological activities of the aqueous fraction of Parkinsonea aculeata L. growing in Saudi Arabia // Arabian J. Chem. 2019. V. 12(3). P. 377. https://doi.org/10.1016/j.arabjc.2018.08.003
  40. Qin D., Wang Q., Li H., Jiang X., Fang K., Wang Q., Li B., Pan C., Wu H. Identification of key metabolites based on non-targeted metabolomics and chemometrics analyses provides insights into bitterness in Kucha (Camellia kucha (Chang et Wang) Chang) // Food Res. Int. 2020. V. 138 (Pt B). 109789. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2020.109789
  41. Marcia Fuentes J.A., Lopez-Salas L., Borras-Linares I., Navarro-Alarcon M., Segura-Carretero A., Lozano-Sanchez J. Development of an innovative pressurized liquid extraction procedure by response surface methodology to recover bioactive compounds from Carao tree seeds // Foods. 2021. V. 10(2). P. 398. https://doi.org/10.3390/foods10020398
  42. Sobeh M., Mahmoud M.F., Abdelfattah M.A.O., Cheng H., El-Shazly A.M., Wink M. A proanthocyanidin-rich extract from Cassia abbreviata exhibits antioxidant and hepatoprotective activities in vivo // J. Ethnopharmacol. 2018. V. 213. P. 38. https://doi.org/10.1016/j.jep.2017.11.007
  43. Zhu Z.-W., Li J., Gao X.-M., Amponse E., Kang L.-Y., Hu L.-M., Zhang B.-L., Chang Y.-X. Simultaneous determination of stilbenes, phenolic acids, flavonoids and anthraquinones in Radix polygoni multiflori by LC-MS/MS // J. Pharm. Biomed. Anal. 2012. V. 62. P. 162. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2011.11.002
  44. Razgonova M.P., Tekutyeva L.A., Podvolotskaya A.B., Stepochkina V.D., Zakharenko A.M., Golokhvast K.S. Zostera marina L.: supercritical CO2-extraction and mass spectrometric characterization of chemical constituents recovered from seagrass // Separations. 2022. V. 9(7). P. 182. https://doi.org/10.3390/separations9070182
  45. Songserm P., Klanrit P., Phetcharaburanin J., Thanonkeo P., Apiraksakorn J., Phomphrai K., Klanrot P. Antioxidant and anticancer potential of bioactive compounds from Rhinacanthus nasutus cell suspension culture // Plants. 2022. V. 11(15). P. 1994. https://doi.org/10.3390/plants11151994
  46. Ruiz A., Hermosín-Gutierrez I., Vergara C., von Baer D., Zapata M., Hitschfeld A., Obando L., Mardones C. Anthocyanin profiles in south Patagonian wild berries by HPLC-DAD-ESI-MS/MS // Food Res. Int. 2013. V. 51(2). P. 706. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2013.01.043
  47. Ruiz A., Hermosín-Gutiérrez I., Mardones C., Vergara C., Herlitz E., Vega M., Dorau C., Winterhalter P., von Baer D. Polyphenols and antioxidant activity of calafate (Berberis microphylla) fruits and other native berries from Southern Chile // J. Agric. Food Chem. 2010. V. 58(10). P. 6081. https://doi.org/10.1021/jf100173x
  48. Oertel A., Matros A., Hartmann A., Arapitsas P., Dehmer K.J., Martens S., Mock H.P. Metabolite profiling of red and blue potatoes revealed cultivar and tissue specific patterns for anthocyanins and other polyphenols // Planta. 2017. V. 246(2). P. 281. https://doi.org/10.1007/s00425-017-2718-4
  49. Zhu Z., Guan Q., Koubaa M., Barba F.J., Roohenejad S., Cravotto G., Yang X., Li S., He J. HPLC-DAD-ESI-MS2 analytical profile of extracts obtained from purple sweet potato after green ultrasound-assisted extraction // Food Chem. 2017. V. 215. P. 391. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2016.07.157
  50. Mekam P.N., Martini S., Nguefack J., Tagliazucchi D., Stefani E. Phenolic compounds profile of water and ethanol extracts of Euphorbia hirta L. leaves showing antioxidant and antifungal properties // S. Afr. J. Bot. 2019. V. 127(3). P. 319. https://doi.org/10.1016/j.sajb.2019.11.001
  51. Wu Y., Xu J., He Y., Shi M., Han X., Li W., Zhang X., Wen X. Metabolic profiling of pitaya (Hylocereus polyrhizus) during fruit development and maturation // Molecules. 2019. V. 24(6). P. 1114. https://doi.org/10.3390/molecules24061114
  52. Ozarowski M., Piasecka A., Paszel-Jaworska A., Siqueira de A. Chaves D., Romaniuk A., Rybczynska M., Gryszczynska A., Sawikowska A., Kachlicki P., Mikolajczak P.L., Seremak-Mrozikiewicz A. Comparison of bioactive compounds content in leaf extracts of Passiflora incarnata, P. caerulea and P. alata and in vitro cytotoxic potential on leukemia cell lines // Braz. J. Pharmacol. 2018. V. 28(2). P. 179. https://doi.org/10.1016/j.bjp.2018.01.006
  53. Marston A., Hamburger M., Sordat-Diserens I., Msonthi J.D., Hostettmann K. Xanthones from Polygala nyikensis // Phytochemistry. 1993. V. 33(4). P. 809. https://doi.org/10.1016/0031-9422(93)85279-Z
  54. Ekeberg D., Flate P.-O., Eikenes M., Fongen M., Naess-Andresen C.F. Qualitative and quantitative determination of extractives in heartwood of Scots pine (Pinus sylvestris L.) by gas chromatography // J. Chromatogr. A. 2006. V. 1109(2). P. 267. https://doi.org/10.1016/j.chroma.2006.01.027
  55. Llorent-Martinez E.J., Spinola V., Gouveia S., Castilho P.C. HPLC-ESI-MSn characterization of phenolic compounds, terpenoid saponins, and other minor compounds in Bituminaria bituminosa // Ind. Crops Prod. 2015. V. 69. P. 80. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2015.02.014
  56. Sun L., Tao S., Zhang S. Characterization and quantification of polyphenols and triterpenoids in thinned young fruits of ten pear varieties by UPLC-Q TRAP-MS/MS // Molecules. 2019. V. 24(1). P. 159. https://doi.org/10.3390/molecules24010159
  57. Heffels P., Buhrle F., Schieber A., Weber F. Influence of common and excessive enzymatic treatment on juice yield and anthocyanin content and profile during bilberry (Vaccinium myrtillus L.) juice production // Eur. Food Res. Technol. 2017. V. 243. P. 59. https://doi.org/10.1007/s00217-016-2722-0
  58. Miyase T., Noguchi H., Chen X.-M. Sucrose esters and xanthone C-glycosides from the roots of Polygala sibirica // J. Nat. Prod. 1999. V. 62(7). P. 993. https://doi.org/10.1021/np990084t
  59. Zhou Y.-H., Zhang S.-Y., Guo Q., Chai X.-Y., Jiang Y., Tu P.-F. Chemical investigation of the roots of Polygala sibirica L. // Chin. J. Nat. Med. 2014. V. 12(3). P. 225. https://doi.org/10.1016/S1875-5364(14)60038-8
  60. Cheng M.-C., Li C.-Y., Ko H.-C., Ko F.-N., Lin Y.-L., Wu T.-S. Antidepressant principles of the roots of Polygala tenuifolia // J. Nat. Prod. 2006. V. 69(9). P. 1305. https://doi.org/10.1021/np060207r
  61. Han D., Chen C., Zhang C., Zhang Y., Tang X. Determination of mangiferin in rat plasma by liquid-liquid extraction with UPLC-MS/MS // J. Pharm. Biomed. Anal. 2010. V. 51(1). P. 260. https://doi.org/10.1016/j.jpba.2009.07.021
  62. Delgado-Pelayo R., Hornero-Mendez D. Identification and quantitative analysis of carotenoids and their esters from sarsaparilla (Smilax aspera L.) Berries // J. Agric. Food Chem. 2012. V. 60(33). P. 8225. https://doi.org/10.1021/jf302719g
  63. Zhang D., Miyase T., Kuroyanagi M., Umehara K., Noguchi H. Oligosaccharide polyesters from roots of Polygala glomerata // Phytochemistry. 1998. V. 47(1). P. 45. https://doi.org/10.1016/s0031-9422(97)00490-1

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2.

Download (2MB)
Indexing metadata
3.

Download (90KB)
Indexing metadata
4.

Download (115KB)
Indexing metadata
5.

Download (2MB)
Indexing metadata
6.

Download (76KB)
Indexing metadata
7.

Download (76KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2023 Ж.М. Охлопкова, М.П. Разгонова, Е.В. Кучарова, П.С. Егорова, К.С. Голохваст

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».