БИОФИЗИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ НАНОМАТЕРИАЛОВ ДЛЯ БИОМЕДИЦИНСКИХ И ЭКОТОКСИКОЛОГИЧЕСКИХ ЦЕЛЕЙ С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ Daphnia magna КАК МОДЕЛЬНОГО ОРГАНИЗМА

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Представлен обзор методов визуализации изображения и другие биофизические подходы, которые демонстрируют валидность применения высших беспозвоночных животных из подтипа ракообразные Daphnia magna в качестве тест-модели для биомедицинских и экотоксикологических исследований. Описаны основные характеристики животных, такие как прозрачное тело, малые размеры, фильтрующий тип питания, наличие оформленных органов, а также короткий жизненный цикл, высокая плодовитость и чувствительность к токсикантам, позволяющие использовать данный тесторганизм в опытах in vivo как альтернативную теплокровным животным модель. Проведен анализ публикаций, в которых D. magna были использованы в качестве модели для визуализации накопления и распределения наноматериалов в организме, а также для анализа механизмов цитотоксичности. Описаны методы флуоресцентной визуализации, интерференционной микроскопии и спектрофотометрии.

Об авторах

Н. Б Савина

Национальный исследовательский ядерный университет «МИФИ»

Email: nsavina15@yandex.ru
Москва, Россия

Д. В Ускалова

Обнинский институт атомной энергетики – филиал Национального исследовательского ядерного университета «МИФИ»

Обнинск, Россия

Д. Т Петросова

Обнинский институт атомной энергетики – филиал Национального исследовательского ядерного университета «МИФИ»

Обнинск, Россия

Е. И Сарапульцева

Национальный исследовательский ядерный университет «МИФИ»; Обнинский институт атомной энергетики – филиал Национального исследовательского ядерного университета «МИФИ»

Москва, Россия; Обнинск, Россия

Список литературы

  1. Kus-Liśkiewicz M., Fickers P., and Ben Tahar I. Biocompatibility and cytotoxicity of gold nanoparticles: recent advances in methodologies and regulations. Int. J. Mol. Sci., 22 (20), 10952 (2021). doi: 10.3390/ijms222010952
  2. Yun X., Zuyong X., and Jianghong R. Semiconductor quantum dots for biosensing and in vivo imaging. IEEE Trans. NanoBiosci., 8 (1), 4–12 (2009). doi: 10.1109/TNB.2009.2017321
  3. Naumova O. V., Generalov V. M., Zaitseva E. G., Latyshev A. V., Pyankov S. A., Kolosova I. V., Ananko G. G., Agafonov A. P., Gavrilova E. V., Maksyutov R. A., and Safatov A. S. Biosensors based on SOI nanowire transistors for biomedicine and virusology. Russ. Microelectron., 50 (3), 137–145 (2021). doi: 10.1134/S1063739721030069
  4. Kim C. S., Li X., Jiang Y., Yan B., Tonga G. Y., Ray M., Solfiell D. J., and Rotello V. M. Cellular imaging of endosome entrapped small gold nanoparticles. MethodsX, 2, 306–315 (2015). doi: 10.1016/j.mex.2015.06.001
  5. OECD, 2011. Test Guideline No. 202: Daphnia sp. Acute immobilization test (Organization for Economic Cooperation and Development, Paris, France).
  6. OECD, 2012. Test No. 211: Daphnia magna Reproduction Test, OECD Guidelines for the Testing of 510 Chemicals, Section 2 (OECD Publishing, Paris).
  7. Ebert D. Ecology, epidemiology, and evolution of parasitism in Daphnia (National Center for Biotechnology Information (US), Bethesda (MD), 2005). Chapter 2, Introduction to Daphnia Biology. Электронный ресурс: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ books/NBK2042/ (дата доступа 10.10.2023).
  8. Smirnov N. Physiology of the Cladocera (Elsevier, Boston, 2017).
  9. Fuller N., Lerebours A., Smith J., and Ford A. T. The biological effects of ionising radiation on Crustaceans: A revie. Aquatic Toxicol., 167, 55–67 (2015). doi: 10.1016/j.aquatox.2015.07.013ï
  10. Сарапульцева Е. И. Биологические эффекты радиационного воздействия у низших ракообразных Daphnia magna. Аналитический обзор. Радиац. биология. Радиоэкология, 57 (4), 414–428 (2017). doi: 10.7868/S0869803117040075
  11. Nkoom М., Lu G., Liu J., Dong H., and Yang H. Bioconcentration, behavioral, and biochemical effects of the non-steroidal anti-inflammatory drug diclofenac in Daphnia magna. Environ. Sci. & Pollution Res., 26 (6), 5704–5712 (2019). doi: 10.1007/s11356-018-04072-3
  12. Bownik A. Physiological endpoints in daphnid acute toxicity tests. Sci. Total Environ., 700, 134400 (2019). doi: 10.1016/j.scitotenv.2019.134400
  13. ПНД Ф Т 14.1:2:4.12-06; Т 16.1:2.3:3.9-06. Токсикологические методы анализа. Методика определения острой токсичности питьевой воды, пресных природных и сточных вод, водных вытяжек из почвы, осадков сточных вод и отходов по смертности дафний Daphnia magna Straus (ФБУ «ФЦАО», М., 2006, 2011).
  14. Приказ Росрыболовства от 04.08.2009 N 695. «Об утверждении Методических указаний по разработке нормативов качества воды водных объектов рыбохозяйственного значения, в том числе нормативов предельно допустимых концентраций вредных веществ в водах водных объектов рыбохозяйственного значения».
  15. Fan W., Shi Z., Yang X., Cui M., Wang X., Zhang D., Liu H., and Guo L. Bioaccumulation and biomarker responses of cubic and octahedral Cu2O micro/nanocrystals in Daphnia magna. Water Res., 46 (18), 5981–5988 (2012). doi: 10.1016/j.watres.2012.08.019
  16. Nogueira D. J., Vaz V. P., Neto O. S., Silva M. L. N., Simioni C., Ouriques L. C., Vicentini D. S., and Matias W. G. Crystalline phase-dependent toxicity of aluminum oxide nanoparticles toward Daphnia magna and ecological risk assessment. Environ. Res., 182, 108987 (2020). doi: 10.1016/j.envres.2019.108987
  17. Ates M., Danabas D., Ertit Tastan B., Unal I., Cicek Cimen I. C., Aksu O., Kutlu B., and Arslan Z. Assessment of oxidative stress on Artemia salina and Daphnia magna after exposure to Zn and ZnO nanoparticles, Bull. Environ. Contamination Toxicol., 104 (2), 206–214 (2020). doi: 10.1007/s00128-019-02751-6
  18. Dominguez G. A., Lohse S. E., Torelli M. D., Murphy C. J., Hamers R. J., Orr G., and Klaper R. D. Effects of charge and surface ligand properties of nanoparticles on oxidative stress and gene expression within the gut of Daphnia magna, Aquatic Toxicol., 162, 1‒9 (2015). doi: 10.1016/j.aquatox.2015.02.015
  19. Prinz C. N. Interactions of nanowires with cells and tissue, in Technical Digest of the Int. Electron Devices Meet. (2018), pp. 26 3.1-26.3.4. doi: 10.1109/IEDM.2017.8268463
  20. Mattsson K., Adolfsson K., Ekvall M. T., Borgström M. T., Linse S., Hansson L.-A., Cedervall T., and Prinz C. N. Translocation of 40 nm diameter nanowires through the intestinal epithelium of Daphnia magna. Nanotoxicology 10 (8), 1160–1167 (2016). doi: 10.1080/17435390.2016.1189615
  21. Feswick A., Griffitt R. J., Siebein K., and Barber D. S. Uptake, retention and internalization of quantum dots in Daphnia is influenced by particle surface functionalization. Aquatic Toxicol., 130, 210–218 (2013). doi: 10.1016/j.aquatox.2013.01.002
  22. Kwon D., Kim M. J., Park C., Park J., Choi K., and YoonT. H. In vivo biodegradation of colloidal quantum dots by a freshwater invertebrate, Daphnia magna. Aquatic Toxicol., 114, 217–222 (2012). doi: 10.1016/j.aquatox.2012.02.033
  23. Jackson B. P., Pace H. E., Lanzirotti A., Smith R., and Ranville J. F. Synchrotron X-ray 2D and 3D elemental imaging of CdSe/ZnS quantum dot nanoparticles in Daphnia magna. Anal. Bioanal. Chem., 394, 911–917 (2009). doi: 10.1007/s00216-009-2768-y
  24. Galdiero E., Falanga A., Siciliano A., Maselli V., Guida M., Carotenuto R., Tussellino M., Lombardi L., Benvenuto G., and Galdiero S. Daphnia magna and Xenopus laevis as in vivo models to probe toxicity and uptake of quantum dots functionalized with gH625. Int. J. Nanomed., 12, 2717–2731 (2017). doi: 10.2147/IJN.S127226
  25. Yang M., Fan J., Du J., Long S., Wang J., and Peng X. Imaging of formaldehyde in live cells and Daphnia magna via Aza-Cope reaction utilizing fluorescence probe with large stokes shifts. Front. Chem., 6 (2018). doi: 10.3389/fchem.2018.00488
  26. Zhang Z., Fan J., Zhao Y., Kang Y., Du J., and Peng X. Mitochondria-accessing ratiometric fluorescent probe for imaging endogenous superoxide anion in live cells and Daphnia magna, ACS Sensors, 3 (3), 735–741 (2018). doi: 10.1021/acssensors.8b00082
  27. Li H., Zhou X., Fan J., Long S., Du J., Wang J., and Peng X. Fluorescence imaging of SO2 derivatives in Daphnia magna with a mitochondria-targeted two-photon ratiometric fluorescent probe. Sensors and Actuators B: Chemical, 154, 709–718 (2018). doi: 10.1016/j.snb.2017.07.082
  28. Khalaf E. M., Mohammadi M. J., Sulistiyani S., Ramírez-Coronel A. A., Kiani F., Jalil A. T., Almulla A. F., Asban P., Farhadi M., and Derikondi M. Effects of sulfur dioxide inhalation on human health: a review. Rev. Environ. Health (2022). doi: 10.1515/reveh-2022-0237
  29. Singhal R., Carrigan J. B., Wei W., Taniere P., Hejmadi R., Forde C., Ludwig C., Griffiths R. L., Johnson P. J., Tucker O., Alderson D., Günther U. L., and Ward D. G. MALDI profiles of proteins and lipids for the rapid characterisation of upper GI-tract cancers. J. Proteomics, 80, 207–215 (2015). doi: 10.1016/j.jprot.2013.01.016
  30. Ščupáková K., Soons Z., Ertaylan G., Pierzchalski K. A., Eijkel G. B., Ellis S. R., Greve J. W., Driessen A., Verheij J., De Kok T. M., Olde Damink S. W. M., Rensen S. S., and Heeren R. M. A. Spatial systems lipidomics reveals nonalcoholic fatty liver disease heterogeneity. Anal. Chem., 90 (8), 5130–5138 (2018). doi: 10.1021/acs.analchem.7b05215
  31. Schirmer E., Ritschar S., Ochs M., Laforsch C., Schuster S., and Römpp A. MALDI mass-spectrometry imaging workflow for the aquatic model organisms Danio rerio and Daphnia magna. Sci. Reports, 12 (1), 72–88 (2022). doi: 10.1038/s41598-022-09659-y
  32. Seyoum A., Pradhan A., Jass J., and Olsson P.-E. Perfluorinated alkyl substances impede growth, reproduction, lipid metabolism and lifespan in Daphnia magna. Sci. Total Environ., 737, 139682 (2020). doi: 10.1016/j.scitotenv.2020.139682
  33. Smith M. J., Weber R. J. M., and Viant M. R. Spatially mapping the baseline and bisphenol-a exposed Daphnia magna lipidome using desorption electrospray ionization—mass spectrometry. Metabolites, 12 (1), 33 (2022). doi: 10.3390/metabo12010033
  34. Takáts Z., Wiseman J. M., Gologan B., and Cooks R. G. Mass-spectrometry sampling under ambient conditions with desorption electrospray ionization. Science, 306 (5695), 471–473 (2004). doi: 10.1126/science.1104404
  35. Каленков С. Г., Каленков Г. С. и Штанько А. Е. Пространственно-спектральная цифровая голография микрообъектов в низкокогерентном свете. Радиотехника и электроника, 58 (12), 1243 (2013). doi: 10.7868/S0033849413120097
  36. Сарапульцева Е. И., Каленков Г. С., Заалишвили Н. Ю., Ускалова Д. В. и Устенко К. В. Новый подход к оценке радиоэкологических последствий облучения, в кн. Будущее атомной энергетики – AtomFuture 2019 (Обнинский институт атомной энергетики – филиал Национального исследовательского ядерного университета «МИФИ», Обнинск, 2020), сс. 46–47.
  37. Сарапульцева Е. И., Морозова А. О., Колесникова Н. И., Савина Н. Б., Ускалова Д. В. и Устенко К. В. Анализ сердечного ритма у модельного тест-организма Daphnia magna в качестве нового подхода к оценке радиоэкологических последствий облучения. Изв. ВУЗов: ядерная энергетика, 2, 146–155 (2020). doi: 10.26583/npe.2020.2.13
  38. Paul R. J., Colmorgen M., Hüller T., Tyroller F., and Zinkler D. Circulation and respiratory control in millimetresized animals (Daphnia magna, Folsomia candida) studied by optical methods. J. Comp. Physiol. B: Biochemical, Systemic, and Environmental Physiology, 167 (6), 399–408 (1997). doi: 10.1007/s003600050089
  39. Barata C., Varo I., Navarro J. C., Arun S., and Porte C. Antioxidant enzyme activities and lipid peroxidation in the freshwater cladoceran Daphnia magna exposed to redox cycling compounds. Comp. Biochem. Physiol. C: Toxicology & Pharmacology 140 (2), 175–186 (2005). doi: 10.1016/j.cca.2005.01.013
  40. Nikš M. and Otto M. Towards an optimized MTT-assay. J. Comp. Physiol. B: Biochemical, Systemic, and Environmental Physiology, 130 (1), 149–151 (1990). doi: 10.1007/s003600050089
  41. Сарапульцева Е. И., Рябченко Н. И., Иголкина Ю. В. и Иванник Б. П. Использование метилтетразолий бромида (МТТ) для биотестирования низкодозового радиационного воздействия на организменном уровне. Радиац. биология. Радиоэкология, 53 (6), 634–638 (2013). doi: 10.7868/S0869803113060131 42. Савина Н. Б., Ускалова Д. В. и Сарапульцева Е. И. Использование МТТ-теста для изучения отдалeнных эффектов острого γ-облучения у ракообразных Daphnia magna. Радиация и риск, 27 (1), 86–94 (2018). doi: 10.21870/0131-3878-2018-27-1-86-93
  42. Савина Н. Б., Ускалова Д. В. и Сарапульцева Е. И. Использование МТТ-теста для изучения отдалeнных эффектов острого γ-облучения у ракообразных Daphnia magna. Радиация и риск, 27 (1), 86–94 (2018). doi: 10.21870/0131-3878-2018-27-1-86-93

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах