СЕРОВОДОРОД ПРИВОДИЛ К МОДИФИКАЦИИ СТРУКТУРЫ МЕМБРАН МИТОХОНДРИЙ ЭПИКОТИЛЕЙ ПРОРОСТКОВ ГОРОХА Pisum sativum L. В УСЛОВИЯХ ДЕФИЦИТА ВОДЫ

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изучено изменение структурных характеристик мембран митохондрий, выделенных из эпикотилей проростков гороха сорта Немчиновский 100, при воздействии гидросульфида натрия в различных концентрациях. Показано, что обработка семян раствором гидросульфида натрия в дозах 2∙10–4 М и 5∙10–6 М приводила к сдвигу термоиндуцированных структурных переходов в мембранах митохондрий в область более низких температур и к увеличению микровязкости обеих (липидных и прибелковых) областей мембран митохондрий на фоне уменьшения их кристалличности. Наличие экзогенного NaHS, также как и эндогенного сероводорода, способно увеличивать активность ферментов антиоксидантной защиты и приводить к накоплению осмолитов. В результате микровязкость липидного бислоя могла увеличиваться. Для проверки данной гипотезы было исследовано влияние антиоксиданта ресвератрола на микровязкость липидного бислоя митохондрий эпикотилей проростков гороха как в норме, так и при предварительной обработке семян NaHS. Также были изучены биоэнергетические характеристики митохондрий. Получены данные, подтверждающие действие сероводорода на структурные характеристики мембран митохондрий путем активации ферментов антиоксидантной защиты и накопления осмолитов.

Об авторах

Н. Ю Герасимов

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН

Email: n.yu.gerasimov@gmail.com
Москва, Россия

О. В Неврова

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН

Москва, Россия

И. В Жигачева

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН

Москва, Россия

И. П Генерозова

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН; Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева РАН

Москва, Россия; Москва, Россия

А. Н Голощапов

Институт биохимической физики им. Н.М. Эмануэля РАН

Москва, Россия

Список литературы

  1. Nxele X., Klein A., and Ndimba B. K. Drought and salinity stress alters ROS accumulation, water retention, and osmolyte content in sorghum plants. S. Afr. J. Bot., 108, 261–266 (2017). doi: 10.1016/j.sajb.2016.11.003
  2. Bamagoos A., Alharby H., and Fahad S. Biochar coupling with phosphorus fertilization modifies antioxidant activity, osmolyte accumulation and reactive oxygen species synthesis in the leaves and xylem sap of rice cultivars under high-temperature stress. Physiol. Mol. Biol. Plants, 27 (9), 2083–2100 (2021). DOI: 10.1007%2Fs12298-021-01062-7
  3. Hetherington A. M., Hunter M. I. S., and Crawford R. M. M. Contrasting effects of anoxia on rhizome lipids in Iris species. Phytochemistry, 21 (6), 1275–1278 (1982). doi: 10.1016/0031-9422(82)80125-8
  4. Abbas S. R., Ahmad S. D., Sabir S. M., and Shah A.H. Detection of drought tolerant sugarcane genotypes (Saccharum officinarum) using lipid peroxidation, antioxidant activity, glycine-betaine and proline contents. J. Soil Sci. Plant Nutr., 14 (1), 233–243 (2014). doi: 10.4067/S0718-95162014005000019
  5. Ma D., Ding H., Wang C., Qin H., Han Q., Hou J., Lu H., Xie Y., and Guo T. Alleviation of drought stress by hydrogen sulfide is partially related to the abscisic acid signaling pathway in wheat. PLoS One, 11 (9), e0163082 (2016). doi: 10.1371/journal.pone.0163082
  6. Zhou Z.-H., Wang Y., Ye X.-Y., and Li Z.-G. Signaling molecule hydrogen sulfide improves seed germination and seedling growth of maize (Zea mays L.) under high temperature by inducing antioxidant system and osmolyte biosynthesis. Front. Plant Sci., 9, 1288 (2018). doi: 10.3389/fpls.2018.01288
  7. Cheng T., Shi J., Dong Y., Ma Y., Peng Y., Hu X., and Chen J. Hydrogen sulfide enhances poplar tolerance to high-temperature stress by increasing S-nitrosoglutathione reductase (GSNOR) activity and reducing reactive oxygen/nitrogen damage. Plant Growth Reg., 84 (1), 11–23 (2018). DOI: 10. 1007/s10725-017-0316-x
  8. Liu Z., Li Y., Cao C., Liang S., Ma Y., Liu X., and Pei Y. The role of H2S in low temperature-induced cucurbitacin C increases in cucumber. Plant Mol. Biol., 99 (6), 535–544 (2019). doi: 10.1007/s11103-019-00834-w
  9. Zhu C. Q., Zhang J. H., Sun L.M., Zhu L. F., Abliz B., Hu W. J., Zhong C., Bai Z. G., Sajid H., Cao X. C., and Jin Q. Y. Hydrogen sulfide alleviates aluminum toxicity via decreasing apoplast and symplast Al contents in rice. Front. Plant Sci., 9, 294 (2018). doi: 10.3389/fpls.2018.00294
  10. Tang X., An B., Cao D., Xu R., Wang S., Zhang Z., Liu X., and Sun X. Improving photosynthetic capacity, alleviating photosynthetic inhibition and oxidative stress under low temperature stress with exogenous hydrogen sulfide in blueberry seedlings. Front. Plant Sci., 11, 108 (2020). doi: 10.3389/fpls.2020.00108
  11. Bindu D. P., Solomon H. S., and Khosrow K. Effects of hydrogen sulfide on mitochondrial function and cellular bioenergetics. Redox Biol., 38, 101772 (2021). doi: 10.1016/j.redox.2020.101772
  12. Koch M. S. and Erskine J. M. Sulfide as a phytotoxin to the tropical seagrass Thalassia testudinum: interactions with light, salinity and temperature. J. Ex. Mar. Biol. Ecol., 266 (1), 81–95 (2001). doi: 10.1016/S0022-0981(01)00339-2
  13. Koch M. S., Mendelssohn I. A., and McKee K. L. Mechanism for the hydrogen sulphide-induced growth limitation in wetland macrophytes. Limnol. and Oceanogr., 35 (2), 399–408 (1990). doi: 10.4319/lo.1990.35.2.0399
  14. Li Z. G. Hydrogen sulfide: a multifunctional gaseous molecule in plants. Rus. J. Plant Physiol., 60 (6), 733– 740 (2013). doi: 10.1134/S1021443713060058
  15. Hancock J. T. and Whiteman M. Hydrogen sulfide signaling: interactions with nitric oxide and reactive oxygen species. Ann. N. Y. Acad. Sci., 1365 (1), 5–14 (2016). doi: 10.1111/nyas.12733
  16. Huo J., Huang D., Zhang J., Fang, H., Wang B., Wang C., and Liao W. Hydrogen sulfide: a gaseous molecule in postharvest freshness. Front. Plant Sci., 9, 1172 (2018). doi: 10.3389/fpls.2018.01172
  17. Kim J. Y., Lee H. J., Jung H. J., Maruyama K., Suzuki N., and Kang H. Overexpression of microRNA395c or 395e affects differently the seed germination of Arabidopsis thaliana under stress conditions. Planta, 232 (6), 1447–1454 (2010). doi: 10.1007/s00425-010-1267-x
  18. Sadeghian S. Y. and Yavari N. Effect of water‐deficit stress on germination and early seedling growth in sugar beet. J. Agron. Crop Sci., 190 (2), 138–144 (2004). doi: 10.1111/j.1439-037X.2004.00087.x
  19. Chen Z., Huang Y., Yang W., Chang G., Li P., Wei J., Yuan X., Huang J., and Hu X. The hydrogen sulfide signal enhances seed germination tolerance to high temperatures by retaining nuclear COP1 for HY5 degradation. Plant Sci., 285, 34–43 (2019). doi: 10.1016/j.plantsci.2019.04.024
  20. Zhao M., Liu Q., Zhang Y., Yang N., Wu G., Li Q., and Wang W. Alleviation of osmotic stress by H2S is related to regulated PLDα1 and suppressed ROS in Arabidopsis thaliana. J. Plant Res., 133 (3), 393–407 (2020). doi: 10.1007/s10265-020-01182-3
  21. Christou A., Filippou P., Manganaris G. A., and Fotopoulos V. Sodium hydrosulfide induces systemic thermotolerance to strawberry plants through transcriptional regulation of heat shock proteins and aquaporin. BMC Plant Biol., 14 (1), 42 (2014). doi: 10.1186/1471-2229-14-42
  22. Hu L. Y., Hu S.-L., Wu J, Li Y.-H., Zheng J.-L., Wei Z.-J., Liu J., Wang H.-L., Liu Y.-S., and Zhang H. Hydrogen sulfide prolongs postharvest shelf life of strawberry and plays an antioxidative role in fruits. J. Agric. Food Chem., 60 (35), 8684–8693 (2012). doi: 10.1021/jf300728h
  23. Li S.-P., Hu K.-D., Hu L.-Y., Li Y.-H., Jiang A.-M., Xiao F., Han Y., Liu Y.-S., and Zhang H. Hydrogen sulfide alleviates postharvest senescence of broccoli by modulating antioxidant defense and senescence-related gene expression. J. Agric. Food Chem., 62 (5), 1119–1129 (2014). doi: 10.1021/jf4047122
  24. Yao G.-F., Wei Z.-Z., Li T.-T., Tang J., Huang Z.-Q., Yang F., Li Y.-H., Han Z., Hu F., Hu L.-Y., Hu K.-D., and Zhang H. Modulation of enhanced antioxidant activity by hydrogen sulfide antagonization of ethylene in tomato fruit ripening. J. Agric. Food Chem., 66 (40), 10380–10387 (2018). doi: 10.1021/acs.jafc.8b03951
  25. Joshi N. C., Yadav D., Ratneret K., Kamara I., AvivSharon E., Irihimovitch V., and Charuvi D. Sodium hydrosulfide priming improves the response of photosynthesis to overnight frost and day high light in avocado (Persea americana Mill, cv.‘Hass’). Physiol. Plant., 168 (2), 394–405 (2020). doi: 10.1111/ppl.13023
  26. Ni Z.-J., Hu K.-D., Song C.-B., Ma R.-H., Li Z.-R., Zheng J.-L., Fu L.-H., Wei Z.-J., and Zhang H. Hydrogen sulfide alleviates postharvest senescence of grape by modulating the antioxidant defenses. Oxid. Med. Cell. Longev., 2016, 4715651 (2016). doi: 10.1155/2016/4715651
  27. Ge Y., Hu K.-D., Wang S.-S., Hu L.-Y., Chen X.-Y., Li Y.-H., Yang Y., Yang F., and Zhang H. Hydrogen sulfide alleviates postharvest ripening and senescence of banana by antagonizing the effect of ethylene. PLoS One, 12 (6), e0180113 (2017). doi: 10.1371/journal.pone.0180113
  28. Liu D., Li J., Li Z., and Pei Y. Hydrogen sulfide inhibits ethylene-induced petiole abscission in tomato (Solanum lycopersicum L.). Hort. Res., 7 (1), 14 (2020). doi: 10.1038/s41438-019-0237-0
  29. Бинюков В. И., Борунова С. Ф., Гольдфельд М. Г., Жукова И. Г., Кудлай Д. Г., Кузнецов А. Н., Шапиро А. Б. и Островский Д. Н. Исследование структурных переходов в биологических мембранах методом спинового зонда; температурные изменения мембран бактерий. Биохимия, 36 (6), 1149–1155 (1971).
  30. Вассерман А. М., Бучаченко А. Л., Коварский А. Л. и Нейман М. Б. Исследование молекулярных движений в полимерах методом парамагнитного зонда. Высокомолекуляр. соединения, 10А (8), 1930–1936 (1968).
  31. Lowry O. H., Rosebrough N. J., Farr A. L., and Randall R. J. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem., 193 (1), 265–275 (1951).
  32. Комов В. П. и Шведова В. Н. Биохимия: учебник для вузов (Юрайт, М., 2021).
  33. Гендель Л. Я., Гольдфельд М. Г., Кольтовеp В. К., Розанцев Э. Г. и Сускина В. И. Исследование конформационных переходов в биомембранах методом слабо связанного парамагнитного зонда. Биофизика, 13 (6), 1114–1116 (1968).
  34. Герасимов Н. Ю., Неврова О. В., Жигачева И. В., Генерозова И. П. и Голощапов А. Н. Действие антиоксидантной системы «ресвератрол – серанитрозильный комплекс железа натрий-μ2-дитиосульфатотетранитрозилдиферрат» тетрагидрат на митохондрии эпикотилей проростков гороха in vitro». Биофизика, 68 (4), 653–659 (2023). doi: 10.31857/S000630292304004X
  35. Миль Е. М., Бинюков В. И., Жигачева И. В., Албантова А. А., Фаттахов С. Г., Коновалов А. И., Заиков Г. Е. и Тунакова Ю. А. Изучение влияния стрессовых воздействий и регулятора роста растений мелафена на митохондрии проростков гороха методом АСМ. Вестн. КНИТУ, 16 (13), 141–144 (2013).
  36. Конов К. Б. Исследование методами ЭПР воздействия криопротекторов сахарозы, трегалозы, глицерина и сорбита на структуру и динамику модельной липидной мембраны. Дис. к-та физ.-мат. наук (Каз. физ.-тех. инст. им. Е. К. Завойского, Казань, 2016).
  37. Ganong W. F. Review of Medical Physiology (McGrawHill Med., Minneapolis, 2005).
  38. Коваль И. В. Тиолы как синтоны. Rus. Chem. Rev., 62 (8), 769–786 (1993). DOI: 10.1070/ RC1993v062n08ABEH000046

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах