Биомеханизмы ремоделирования шейки матки и современные подходы к оценке степени ее зрелости

Обложка


Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Уникальность шейки матки заключается в возможности ее ремоделирования: размягчения, сглаживания, полного раскрытия при рождении плода и обратной трансформации до исходного состояния — плотной длинной трубчатой структуры. Проблема нарушения цервикального ремоделирования рассмотрена в аспектах как преждевременных родов, так и перенашивания беременности при запоздалой трансформации шейки матки, ведущей к ее неготовности к родам. Гистологические, иммунологические и структурные динамические изменения шейки матки начинаются задолго до родов и отмечаются уже с I триместра гестации. Известно ограниченное количество способов оценки зрелости шейки матки, позволяющих прогнозировать преждевременные роды: во II и III триметрах это ультразвуковая цервикометрия и биохимический тест на определение содержания фосфорилированного протеина-1, связывающего инсулиноподобный фактор роста, в цервикальном канале, а при доношенной беременности — пальпаторная оценка степени готовности шейки матки к родам. Неадекватная оценка характеристик шейки матки является одним из факторов несвоевременной профилактики преждевременных родов, а при доношенной беременности ведет к некорректному выбору метода подготовки к родам. Необходима разработка новых подходов к комплексной оценке шейки матки (с применением существующих методов) и способов определения степени ее зрелости.

В данном обзоре на основании литературных данных таких баз, как PubMed, ResearchGate, Google Scholar, и электронных ресурсов Научной библиотеки им. М. Горького Санкт-Петербургского государственного университета, рассмотрена проблема диагностики созревания шейки матки. В обзоре проанализированы данные о молекулярно-биохимических и гистофизиологических процессах, происходящих в период созревания шейки матки на всех этапах гестации.

Исследователи сходятся во мнении, что основную роль в изменениях шейки на всех этапах гестации играют: реструктуризация/дезорганизация коллагеновых волокон, снижение концентрации коллагена и эластина, расщепление гиалуроновой кислоты высокой молекулярной массы, повышение уровня аквапоринов и гидрофильности тканей, усиление васкуляризации, изменение содержания гликозаминогликанов и матриксных металлопротеиназ. Пальпаторная методика и ультразвуковая цервикометрия — наиболее распространенные способы определения длины шейки матки, обладающие недостаточной чувствительностью. Это, вероятно, связано с тем, что они не охватывают все патогенетические пути ремоделирования и не позволяют оценить все характеристики шейки матки. Повышение эффективности измерения возможно за счет внедрения комбинированных методик, а также использования перспективных методов, таких как эластография, ультразвуковая диагностика шейки матки с допплерометрической оценкой ее сосудов, а также определение фосфорилированного протеина-1, связывающего инсулиноподобный фактор роста, плацентарного α1-микроглобулина в цервикальном секрете и релаксина в крови матери.

Понимание молекулярно-биохимических и гистофизиологических процессов, происходящих при ремоделировании шейки матки, имеет решающее значение для прогнозирования преждевременных родов, диагностики истмико-цервикальной недостаточности, понимания отсутствия своевременной готовности шейки матки, а также выбора способа преиндукции и индукции родов при необходимости. Недостаток клинических методов и отсутствие их объективности вызывает необходимость применения комбинированного подхода и поиска новых прогностических маркеров зрелости шейки матки.

Об авторах

Ольга Владимировна Пачулия

Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта

Email: for.olga.kosyakova@gmail.com
ORCID iD: 0000-0003-4116-0222
SPIN-код: 1204-3160
Scopus Author ID: 57299197900

канд. мед. наук

Россия, Санкт-Петербург

Владислава Валерьевна Халенко

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: vkhalenko@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-5313-2259
SPIN-код: 9694-3758
Россия, Санкт-Петербург

Маргарита Олеговна Шенгелия

Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии имени Д.О.Отта

Email: bakleicheva@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-0103-8583
SPIN-код: 7831-2698
Scopus Author ID: 57203248029
ResearcherId: AGN-5365-2022
Россия, Санкт-Петербург

Олеся Николаевна Беспалова

Научно-исследовательский институт акушерства, гинекологии и репродуктологии им. Д.О. Отта

Email: shiggerra@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-6542-5953
SPIN-код: 4732-8089
Scopus Author ID: 57189999252
ResearcherId: D-3880-2018

д-р мед. наук

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Прохорова О.В., Олина А.А., Обоскалова Т.А. Биохимические аспекты цервикального ремоделирования: обзор литературы // Уральский медицинский журнал. 2019. № 5. C. 109–115. doi: 10.25694/URMJ.2019.05.20
  2. Read C.P., Word R.A., Ruscheinsky M.A., et al. Cervical remodeling during pregnancy and parturition: molecular characterization of the softening phase in mice // Reproduction. 2007. Vol. 134. No. 2. P. 327–40. doi: 10.1530/REP-07-0032
  3. Word R.A., Li X.H., Hnat M., et al. Dynamics of cervical remodeling during pregnancy and parturition: mechanisms and current concepts // Semin. Reprod. Med. 2007. Vol. 25. P. 69–79. doi: 10.1055/s-2006-956777
  4. Мохначев А.В., Беспалова О.Н., Баклейчева М.О., и др. Современные подходы к оценке зрелости шейки матки // Российский вестник акушера-гинеколога. 2020. Т. 20. № 5. С. 26–32. doi: 10.17116/rosakush20202005126
  5. Yellon S.M. Contributions to the dynamics of cervix remodeling prior to term and preterm birth // Biol. Reprod. 2017. Vol. 96. No. 1. P. 13–23. doi: 10.1095/biolreprod.116.142844
  6. Leppert P.C. Anatomy and physiology of cervical ripening // Clin. Obstet. Gynecol. 1995. Vol. 38. P. 267–279. doi: 10.1097/00003081-199506000-00009
  7. Stygar D., Wang H., Vladic Y.S., et al. Increased level of matrix metalloproteinases 2 and 9 in the ripening process of the human cervix // Biol. Reprod. 2002. Vol. 67. No. 3. P. 889–894. doi: 10.1095/biolreprod.102.005116
  8. Westergren-Thorsson G., Norman M., Björnsson S., et al. Differential expressions of mRNA for proteoglycans, collagens and transforming growth factor-beta in the human cervix during pregnancy and involution // Biochim. Biophys. Acta. 1998. Vol. 1406. No. 2. P. 203–213. doi: 10.1016/s0925-4439(98)00005-2
  9. Curran M.E., Atkinson D.L., Ewart A.K., et al. The elastin gene is disrupted by a translocation associated with supravalvular aortic stenosis // Cell. 1993 Vol. 73. No. 1. P. 159–168. doi: 10.1016/0092-8674(93)90168-p
  10. Reichheld S.E., Muiznieks L.D., Stahl R., et al. Conformational transitions of the cross-linking domains of elastin during self-assembly // J. Biol. Chem. 2014. Vol. 289. No. 14. P. 10057–10068. doi: 10.1074/jbc.M113.533893
  11. Rotten D., Gavignet C., Colin M.C., et al. Evolution of the elastic fiber network of the human uterine cervix before, during and after pregnancy. A quantitative evaluation by automated image analysis // Clin. Physiol. Biochem. 1988. Vol. 6. P. 285–292.
  12. Akins M.L., Luby-Phelps K., Bank R.A., et al. Cervical softening during pregnancy: regulated changes in collagen cross-linking and composition of matricellular proteins in the mouse // Biol. Reprod. 2011. Vol. 84. No. 5. P. 1053–1062. doi: 10.1095/biolreprod.110.089599
  13. Anderson J., Brown N., Mahendroo M.S., et al. Utilization of different aquaporin water channels in the mouse cervix during pregnancy and parturition and in models of preterm and delayed cervical ripening // Endocrinology. 2006. Vol. 147. No. 1. P. 130–140. doi: 10.1210/en.2005-0896 21
  14. Timmons B., Akins M., Mahendroo M. Cervical remodeling during pregnancy and parturition // Trends. Endocrinol. Metab. 2010. Vol. 21. No. 6. P. 353–361. doi: 10.1016/j.tem.2010.01.011
  15. Stock S.J., Duthie L., Tremaine T., et al. Elafin (SKALP/Trappin-2/proteinase inhibitor-3) is produced by the cervix in pregnancy and cervicovaginal levels are diminished in bacterial vaginosis // Reprod. Sci. 2009. Vol. 16. No. 12. P. 1125–1134. doi: 10.1177/1933719109341998
  16. Mahendroo M.S., Porter A., Russell D.W., et al. The parturition defect in steroid 5alpha-reductase type 1 knockout mice is due to impaired cervical ripening // Mol. Endocrinol. 1999. Vol. 13. No. 6. P. 981–992. doi: 10.1210/mend.13.6.0307
  17. Timmons B.C., Mahendroo M. Processes regulating cervical ripening differ from cervical dilation and postpartum repair: insights from gene expression studies // Reprod. Sci. 2007. Vol. 14. No. 8. P. 53–62. doi: 10.1177/1933719107309587
  18. Andersson S., Minjarez D., Yost N.P., et al. Estrogen and progesterone metabolism in the cervix during pregnancy and parturition // J. Clin. Endocrinol. Metabol. 2008. Vol. 93. No. 6. P. 2366–2374. doi: 10.1210/jc.2007-2813
  19. Hillier K., Wallis R.M. Collagen solubility and tensile properties of the rat uterine cervix in late pregnancy: effects of arachidonic acid and prostaglandin F 2 alpha // J. Endocrinol. 1982. Vol. 95. No. 3. P. 341–347. doi: 10.1677/joe.0.0950341
  20. Granström L., Ekman G., Ulmsten U., et al. Changes in the connective tissue of corpus and cervix uteri during ripening and labour in term pregnancy // Br. J. Obstet. Gynaecol. 1989. Vol. 96. No. 10. P. 1198–1202. doi: 10.1111/j.1471-0528.1989
  21. Straach K.J., Shelton J.M., Richardson J.A., et al. Regulation of hyaluronan expression during cervical ripening // Glycobiology. 2005. Vol. 15. P. 55–65. doi: 10.1093/glycob/cwh137
  22. Mahendroo M. Cervical remodeling in term and preterm birth: insights from an animal model // Reproduction. 2012 Vol. 143. No. 4. P. 429–438. doi: 10.1530/REP-11-0466
  23. Lee H.Y., Zhao S., Fields P.A., et al. The extent to which relaxin promotes proliferation and inhibits apoptosis of cervical epithelial and stromal cells is greatest during late pregnancy in rats // Endocrinology. 2005. Vol. 146. No. 1. P. 511–518. doi: 10.1210/en.2004-0796
  24. Osmers R., Rath W., Pflanz M.A., et al. Glycosaminoglycans in cervical connective tissue during pregnancy and parturition // Obstet. Gynecol. 1993. Vol. 81. No. 1. P. 88–92
  25. Ruscheinsky M., De la Motte C., Mahendroo M. Hyaluronan and its binding proteins during cervical ripening and parturition: dynamic changes in size, distribution and temporal sequence // Matrix Biol. 2008. Vol. 27. No. 5. P. 487–497. doi: 10.1016/j.matbio.2008.01.010
  26. Almond A. Hyaluronan // Cell. Mol. Life. Sci. 2007. Vol. 64. No. 13. P. 1591–1596. doi: 10.1007/s00018-007-7032-z
  27. Dubicke A., Ekman-Ordeberg G., Mazurek P., et al. Density of stromal cells and macrophages associated with collagen remodeling in the human cervix in preterm and term birth // Reprod. Sci. 2016. Vol. 23. No. 5. P. 595–603. doi: 10.1177/1933719115616497
  28. Payne K.J., Clyde L.A., Weldon A.J., et al. Residency and activation of myeloid cells during remodeling of the prepartum murine cervix // Biol. Reprod. 2012. Vol. 87. No. 5. doi: 10.1095/biolreprod.112.101840
  29. Nold C., Stone J., Graham M., et al. Is nitric oxide an essential mediator in cervical inflammation and preterm birth? // J. Matern. Fetal. Neonatal. Med. 2018. Vol. 31. P. 1735–1741. doi: 10.1080/14767058.2017.1326898
  30. Ghosh A., Lattey K.R., Kelly A.J. Nitric oxide donors for cervical ripening and induction of labour // Cochrane Database Syst. Rev. 2016. Vol. 12. doi: 10.1002/14651858.CD006901.pub3
  31. Yellon S.M. Immunobiology of cervix ripening // Front Immunol. 2020. Vol. 10. doi: 10.3389/fimmu.2019.03156
  32. Akiba N., Nagamatsu T., Samejima T., et al. OP-27 – the role of anti-inflammatory progranulin in the regulation of cervical ripening // J. Reprod. Immunol. 2022. Vol. 153. P. 12–13. doi: 10.1016/j.jri.2022.103733
  33. Mendelson C.R. Minireview: fetal-maternal hormonal signaling in pregnancy and labor // Mol. Endocrinol. 2009. Vol. 23. No. 7. P. 947–954. doi: 10.1210/me.2009-0016
  34. Rauk P.N., Chiao J.P. Interleukin-1 stimulates human uterine prostaglandin production through induction of cyclooxygenase-2 expression // Am. J. Reprod. Immunol. 2000. Vol. 43. No. 3. P. 152–159. doi: 10.1111/j.8755-8920.2000.430304
  35. Shynlova O., Tsui P., Dorogin A., et al. Monocyte chemoattractant protein-1 (CCL-2) integrates mechanical and endocrine signals that mediate term and preterm labor // J. Immunol. 2008. Vol. 181. No. 2. P. 1470–1479. doi: 10.4049/jimmunol.181.2.1470
  36. Sooranna S.R., Lee Y., Kim L.U., et al. Mechanical stretch activates type 2 cyclooxygenase via activator protein-1 transcription factor in human myometrial cells // Mol. Hum. Reprod. 2004. Vol. 10. No. 2. P. 109–113. doi: 10.1093/molehr/gah021
  37. Soloff M.S., Cook D.L., Jeng Y.J., et al. In situ analysis of interleukin-1-induced transcription of COX-2 and IL-8 in cultured human myometrial cells // Endocrinology. 2004. Vol. 145. No. 3. P. 1248–1254. doi: 10.1210/en.2003-1310
  38. Radnaa E., Richardson L.S., Sheller-Miller S., et al. Extracellular vesicle mediated fetomaternal HMGB1 signaling induces preterm birth // Lab. Chip. 2021. Vol. 21. No. 10. P. 1956–1973. doi: 10.1039/d0lc01323d
  39. Yan, Y., Gu, Z., Li B., et al. Metabonomics profile analysis in inflammation-induced preterm birth and the potential role of metabolites in regulating premature cervical ripening // Reprod. Biol. Endocrinol. 2022. Vol. 20. No. 1. doi: 10.1186/s12958-022-01008-y
  40. Stjernholm Y., Sennstrom M., Granstrom L., et al. Neurochemical and cellular markers in human cervix of late pregnant, postpartal and non-pregnant women // Acta. Obstet. Gynecol. Scand. 2000. Vol. 79. P. 528–537. doi: 10.1080/j.1600-0412.2000.079007528
  41. Osman I., Young A., Ledingham M.A., et al. Leukocyte density and pro-inflammatory cytokine expression in human fetal membranes, decidua, cervix and myometrium before and during labour at term // Mol. Hum. Reprod. 2003. Vol. 9. No. 1. P. 41–45. doi: 10.1093/molehr/gag001
  42. Hamilton S., Oomomian Y., Stephen G., et al. Macrophages infiltrate the human and rat decidua during term and preterm labor: evidence that decidual inflammation precedes labor // Biol. Reprod. 2012. Vol. 86. No. 2. P. 39. DOI: 10.1095/ biolreprod.111.095505
  43. Challis J.R., Matthews S.G., Gibb W., et al. Endocrine and paracrine regulation of birth at term and preterm // Endocr. Rev. 2000. Vol. 21. No. 5. P. 514–550. doi: 10.1210/edrv.21.5.0407
  44. Bradshaw A.D., Sage E.H. SPARC, a matricellular protein that functions in cellular differentiation and tissue response to injury // J. Clin. Invest. 2001. Vol. 107. P. 1049–1054. doi: 10.1172/JCI12939
  45. Mitchell B.F., Taggart M.J. Are animal models relevant to key aspects of human parturition? // Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2009. Vol. 297. P. 525–545. doi: 10.1152/ajpregu.00153.2009
  46. Sakamoto Y., Moran P., Searle R.F., et al. Interleukin-8 is involved in cervical dilatation but not in prelabour cervical ripening // Clin. Exp. Immunol. 2004. Vol. 138. P. 151–157. doi: 10.1111/j.1365-2249.2004.02584.x
  47. Spallicci M.D., Chiea M.A., Singer J.M., et al. Use of hyaluronidase for cervical ripening: a randomized trial // Eur. J. Obstet. Gynecol. Reprod. Biol. 2007. Vol. 130. No. 1. P. 46–50. doi: 10.1016/j.ejogrb.2005.10.028
  48. Anum E.A., Hill L.D., Pandya A., et al. Connective tissue and related disorders and preterm birth: clues to genes contributing to prematurity // Placenta. 2009. Vol. 30. No. 3. P. 207–215. doi: 10.1016/j.placenta.2008.12.007
  49. Ware V., Raynor B.D. Transvaginal ultrasonographic cervical measurement as a predictor of successful labor induction // Am. J. Obstet. Gynecol. 2000. Vol. 182. No. 5. P. 1030–1032. doi: 10.1067/mob.2000.105399
  50. Преждеврменные роды: клинические рекомендации / ООО «Российское общество акушеров-гинекологов» (РОАГ), Ассоциация акушерских анестезиологов-реаниматологов (АААР). 2020 [дата обращения 12.01.2023]. Доступно по ссылке: https://roag-portal.ru/recommendations_obstetrics
  51. Yamaguchi M. Application of yamaguchi’s technique for the rescorla-wagner model // Percept. Mot. Skills. 2007. Vol. 105. P. 1153–1154. doi: 10.2466/pms.105.4.1153-115
  52. Nazzaro G., Saccone G., Miranda M., et al. Cervical elastography using E-cervix for prediction of preterm birth in singleton pregnancies with threatened preterm labor // J. Matern. Fetal Neonatal Med. 2022. Vol. 35. No. 2. P. 330–335. doi: 10.1080/14767058.2020.1716721
  53. Яннаева Н.T. Современные представления о механизмах раскрытия шейки матки в родах и формирования дистоции шейки матки. Литературный обзор // Вестник РНЦРР МЗ РФ. 2010. № 10 [дата обращения 12.01.2023]. Доступно по ссылке: http://vestnik.rncrr.ru/vestnik/v10/papers/yann_v10.htm
  54. Болотских В.М., Борисова В.Ю. Роль определения биохимических тестов и цервикометрии в диагностике угрожающих преждевременных родов // Акушерство и гинекология. 2015. № 2. C. 94–98.
  55. Косякова О.В., Беспалова О.Н. Профилактика и терапия угрожающих преждевременных родов при многоплодии // Журнал акушерства и женских болезней. 2019. Т. 68. № 4. С. 55–70. doi: 10.17816/JOWD68455-70
  56. Дальниковская Л.А., Новикова С.В., Будыкина Т.С., и др. Значение исследования биохимических маркеров для диагностики и прогнозирования преждевременных родов у женщин с укороченной шейкой матки // Российскиий вестник акушера-гинеколога. 2021. Т. 21. № 4. C. 14–19. doi: 10.17116/rosakush20212104114
  57. Косякова О.В., Беспалова О.Н. Прогностические возможности релаксина как маркера преждевременных родов // Журнал акушерства и женских болезней. 2018. Т. 67. № 2. C. 16–25. doi: 10.17816/JOWD67216-25
  58. Patil N.A., Rosengren K.J., Separovic F., et al. Relaxin family peptides: structure-activity relationship studies // Br. J. Pharmacol. 2017. Vol. 174. No. 10. P. 950–961. doi: 10.1111/bph.13684
  59. Пачулия О.В., Беспалова О.Н., Бутенко М.Г., и др. «Релаксин-зависимый» путь реализации спонтанных преждевременных родов при многоплодии: вклад плацентарного релаксина-2 // Журнал акушерства и женских болезней. 2021. Т. 70. № 2. С. 27–36. doi: 10.17816/JOWD60946
  60. Anumba D.O.C., El Gelany S., Elliott S., et al. Serum relaxin levelsare reduced in pregnant women with a history of recurrent miscarriage, andcorrelate with maternal uterine artery Doppler indices in first trimester // Eur. J. Obste. Gynecol. Reprod. Biol. 2009. Vol. 147. No. 1. P. 41–45 doi: 10.1016/j.ejogrb.2009.07.008

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Изменения в шейке матки во время беременности [3] (перевод А.В. Мохначева, О.Н. Беспаловой)

Скачать (380KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Изменения в строме и эпителии шейки матки мыши в процессе ремоделирования [14]: a — изменения в строме на 6-й и 18-й дни: этап дезорганизации внеклеточного матрикса (трансмиссионная электронная микроскопия поперечного сечения коллагеновых фибрилл, увеличение ×20 500); b — изменения в эпителии на 6-й и 18-й дни: повышенная экспрессия белков. TFF1 — фактор трилистника 1; SPINK5 — ингибитор сериновой протеазы Kazal типа 5; SRD5a1 — 5-альфа-редуктаза 1; HAS2 — гилауронансинтаза 2; S — строма; E — эпителий; Os — зев шейки матки; M — слизистые включения

Скачать (299KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Схематическая модель преждевременных родов [5]: a — изменения в шейке матки при переходе с фазы размягчения к фазе созревания, характеризующиеся увеличением количества макрофагов; b — изменения в шейке матки при переходе с фазы созревания к фазе раскрытия под влиянием прогестерона и паракринных факторов (PGs, NO); c — воспалительные и другие факторы способны увеличивать риски преждевременных родов при влиянии на процессы ремоделирования. PGs — простагландины; NO — оксид азота

Скачать (297KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Изменения в строме шейки матки в процессе ремоделирования [14]. a — изменение расположения фибрилл и преобладание гиалуроновой кислоты с высокой молекулярной массой; b — беременность: образование перекрестных связей между гиалуроновой кислотой и версиканом; c — поздние сроки беременности, роды: разрушение гиалуронидазой, а атекже дезинтегрином и металлопротеиназой с мотивами тромбоспондина-1 перекрестных связей между гиалуроновой кислотой и версиканом; d — послеродовый этап: репарация с привлечением нейтрофилов и макрофагов. ГК — гиалуроновая кислота; ММ — молекулярная масса

Скачать (326KB)
Метаданные

© Пачулия О.В., Халенко В.В., Шенгелия М.О., Беспалова О.Н., 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах