Оценка потенциальной мутагенной активности флоротаннин-содержащих экстрактов трех видов бурых водорослей

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Актуальность. Флоротаннины — это уникальные фенольные метаболиты бурых водорослей. Эти соединения исследуются на предмет возможного применения в медицине, поскольку имеют значительную биологическую активность. Неизученным аспектом на данный момент остается потенциальная генотоксичность флоротаннинов.

Цель — оценка мутагенной активности внутриклеточных и связанных с клеточной стенкой флоротаннинов трех видов бурых водорослей.

Материалы и методы. Флоротаннин-содержащие экстракты Desmarestia aculeata, Fucus serratus и Ectocarpus siliculosus оценивали на мутагенность в тесте Эймса на трех штаммах Salmonella typhimurium (TA97, TA98 и TA100) с метаболической активацией и без нее.

Результаты. Внутриклеточные флоротаннины всех водорослей характеризуются относительно низкими значениями минимальной ингибирующей концентрации в отношении S. typhimurium (20–30 мкг/мл). Внутриклеточные флоротаннины F. serratus и связанные с клеточной стенкой полифенолы E. siliculosus показали умеренную мутагенную активность в тесте Эймса: они индуцировали мутации сдвига рамки считывания, при этом число ревертантов His+ более чем вдвое превышало контроль. Экстракты D. aculeata не проявили мутагенной активности.

Заключение. Флоротаннины D. aculeata наиболее перспективны для использования в медицине, поскольку имеют наибольшую антибиотическую активность и не проявляют мутагенности.

Об авторах

Елена Роллановна Тараховская

Санкт-Петербургский государственный университет; Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Санкт-Петербургский филиал

Автор, ответственный за переписку.
Email: elena.tarakhovskaya@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-5341-2813
SPIN-код: 1710-9200

канд. биол. наук, доцент кафедры физиологии и биохимии растений

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Рената Тагировна Исламова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: renata.tag.isl@gmail.com
SPIN-код: 6559-9398

студентка

Россия, Санкт-Петербург

Елизавета Борисовна Замяткина

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: lizatekna@mail.ru
SPIN-код: 1986-2385

студентка

Россия, Санкт-Петербург

Елена Игоревна Степченкова

Санкт-Петербургский государственный университет; Институт общей генетики им. Н.И. Вавилова РАН, Санкт-Петербургский филиал

Email: stepchenkova@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-5854-8701
SPIN-код: 9121-7483

канд. биол. наук, заведующая лабораторией мутагенеза и генетической токсикологии; ассистент кафедры генетики и биотехнологии

Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Shannon E., Abu-Ghannam N. Antibacterial derivatives of marine algae: An overview of pharmacological mechanisms and applications // Marine Drugs. 2016. Vol. 14, No. 8. ID 81. doi: 10.3390/md14040081
  2. Papon N., Copp B.R., Courdavault V. Marine drugs: Biology, pipelines, current and future prospects for production // Biotechnol Adv. 2022. Vol. 54. ID 107871. doi: 10.1016/j.biotechadv.2021.107871
  3. Isaza Martinez J.H., Torres Castaneda H.G. Preparation and chromatographic analysis of phlorotannins // J Chromatogr Sci. 2013. Vol. 51, No. 8. P. 825–838. doi: 10.1093/chromsci/bmt045
  4. Shrestha S., Zhang W., Smid S.D. Phlorotannins: A review on biosynthesis, chemistry and bioactivity // Food Biosci. 2021. Vol. 39. ID 100832. doi: 10.1016/j.fbio.2020.100832
  5. Steevensz A.J., Mackinnon S.L., Hankinson R., et al. Profiling phlorotannins in brown macroalgae by liquid chromatography-high resolution mass spectrometry // Phytochem Anal. 2012. Vol. 23, No. 5. P. 547–553. doi: 10.1002/pca.2354
  6. Birkemeyer C., Lemesheva V., Billig S., et al. Composition of intracellular and cell wall-bound phlorotannin fractions in fucoid algae indicates specific functions of these metabolites dependent on the chemical structure // Metabolites. 2020. Vol. 10, No. 9. ID 369. doi: 10.3390/metabo10090369
  7. Generalić Mekinić I., Skroza D., Šimat V., et al. Phenolic content of brown algae (Pheophyceae) species: Extraction, identification, and quantification // Biomolecules. 2019. Vol. 9, No. 6. ID 244. doi: 10.3390/biom9060244
  8. Lemesheva V., Islamova R., Stepchenkova E., et al. Antibacterial, antifungal and algicidal activity of phlorotannins, as principal biologically active components of ten species of brown algae // Plants. 2023. Vol. 12, No. 4. ID 821. doi: 10.3390/plants12040821
  9. Schoenwaelder M.E.A., Clayton M.N. The presence of phenolic compounds in isolated cell walls of brown algae // Phycologia. 1999. Vol. 38, No. 3. P. 161–166. doi: 10.2216/i0031-8884-38-3-161.1
  10. Schoenwaelder M.E.A. The occurrence and cellular significance of physodes in brown algae // Phycologia. 2002. Vol. 41, No. 2. P. 125–139. doi: 10.2216/i0031-8884-41-2-125.1
  11. Catarino M.D., Silva A.M.S., Cardoso S.M. Fucaceae: a source of bioactive phlorotannins // Int J Mol Sci. 2017. Vol. 18, No. 6. ID 1327. doi: 10.3390/ijms18061327
  12. Hagerman A.E., Riedl K.M., Jones G.A., et al. High molecular weight plant polyphenolics (tannins) as biological antioxidants // J Agric Food Chem. 1998. Vol. 46, No. 5. P. 1887–1892. doi: 10.1021/jf970975b
  13. Ferreres F., Lopes G., Gil-Izquierdo A., et al. Phlorotannin extracts from Fucales characterized by HPLC-DAD-ESI-MSn: approaches to hyaluronidase inhibitory capacity and antioxidant properties // Marine Drugs. 2012. Vol. 10, No. 12. P. 2766–2781. doi: 10.3390/md10122766
  14. Wang T., Jónsdóttir R., Liu H., et al. Antioxidant capacities of phlorotannins extracted from the brown algae Fucus vesiculosus // J Agric Food Chem. 2012. Vol. 60, No. 23. P. 5874–5883. doi: 10.1021/jf3003653
  15. Liu X., Yuan W., Sharma-Shivappa R., van Zanten J. Antioxidant activity of phlorotannins from brown algae // Int J Agric Biol Eng. 2017. Vol. 10, No. 6. P. 184–191. doi: 10.25165/j.ijabe.20171006.2854
  16. Kim A.-R., Shin T.-S., Lee M.-S., et al. Isolation and identification of phlorotannins from Ecklonia stolonifera with antioxidant and anti-inflammatory properties // J Agric Food Chem. 2009. Vol. 57, No. 9. P. 3483–3489. doi: 10.1021/jf900820x
  17. Quéguineur B., Goya L., Ramos S., et al. Effect of phlorotannin-rich extracts of Ascophyllum nodosum and Himanthalia elongata (Phaeophyceae) on cellular oxidative markers in human HepG2 cells // J Appl Phycol. 2013. Vol. 25. P. 1–11. doi: 10.1007/s10811-012-9832-2
  18. Kang M.-C., Cha S.H., Wijesinghe W.A.J.P., et al. Protective effect of marine algae phlorotannins against AAPH-induced oxidative stress in zebrafish embryo // Food Chem. 2013. Vol. 138, No. 2–3. P. 950–955. doi: 10.1016/j.foodchem.2012.11.005
  19. Eom S.-H., Kim Y.-M., Kim S.-K. Antimicrobial effect of phlorotannins from marine brown algae // Food Chem Toxicol. 2012. Vol. 50, No. 9. P. 3251–3255. doi: 10.1016/j.fct.2012.06.028
  20. Lopes G., Pinto E., Andrade P.B., Valentaõ P. Antifungal activity of phlorotannins against dermatophytes and yeasts: Approaches to the mechanism of action and influence on Candida albicans virulence factor // PLoS ONE. 2013. Vol. 8. ID e72203. doi: 10.1371/journal.pone.0072203
  21. Eom S.-H., Kang M.-S., Kim Y.-M. Antibacterial activity of the Phaeophyta Ecklonia stolonifera on methicillin-resistant Staphylococcus aureus // Fish Aquatic Sci. 2008. Vol. 11, No. 1. P. 1–6. doi: 10.5657/FAS.2008.11.1.001
  22. Kim H.-J., Dasagrandhi C., Kim S.-H., et al. In vitro antibacterial activity of phlorotannins from edible brown algae, Eisenia bicyclis against streptomycin-resistant Listeria monocytogenes // Ind J Microbiol. 2018. Vol. 58. P. 105–108. doi: 10.1007/s12088-017-0693-x
  23. Dutot M., Fagon R., Hemon M., Rat P. Antioxidant, anti-inflammatory, and anti-senescence activities of a phlorotannin-rich natural extract from brown seaweed Ascophyllum nodosum // Appl Biochem Biotechnol. 2012. Vol. 167. P. 2234–2240. doi: 10.1007/s12010-012-9761-1
  24. Geisen U., Zenthoefer M., Peipp M., et al. Molecular mechanisms by which a Fucus vesiculosus extract mediates cell cycle inhibition and cell death in pancreatic cancer cells // Marine Drugs. 2015. Vol. 13, No. 7. P. 4470–4491. doi: 10.3390/md13074470
  25. Zenthoefer M., Geisen U., Hofmann-Peiker K., et al. Isolation of polyphenols with anticancer activity from the Baltic Sea brown seaweed Fucus vesiculosus using bioassay-guided fractionation // J Appl Phycol. 2017. Vol. 29. P. 2021–2037. doi: 10.1007/s10811-017-1080-z
  26. Liu H., Gu L. Phlorotannins from brown algae (Fucus vesiculosus) inhibited the formation of advanced glycation endproducts by scavenging reactive carbonyls // J Agric Food Chem. 2012. Vol. 60, No. 5. P. 1326–1334. doi: 10.1021/jf204112f
  27. Meshalkina D., Tsvetkova E., Orlova A., et al. First insight into the neuroprotective and antibacterial effects of phlorotannins isolated from the cell walls of brown algae Fucus vesiculosus and Pelvetia canaliculata // Antioxidants. 2023. Vol. 12, No. 3. ID 696. doi: 10.3390/antiox12030696
  28. AlgaeBase [Электронный ресурс]. World-wide electronic publication, National University of Ireland, Galway [дата обращения: 20.09.2023]. Режим доступа: https://www.algaebase.org
  29. Koivikko R., Loponen J., Pihlaja K., Jormalainen V. High-performance liquid chromatographic analysis of phlorotannins from the brown alga Fucus vesiculosus // Phytochem Anal. 2007. Vol. 18, No. 4. P. 326–332. doi: 10.1002/pca.986
  30. Maron D.M., Ames B.N. Revised methods for the Salmonella mutagenicity test // Mutat Res Environ Mutagen Relat Subj. 1983. Vol. 113, No. 3–4. P. 173–215. doi: 10.1016/0165-1161(83)90010-9
  31. Andrews J.M. Determination of minimum inhibitory concentrations // J Antimicrob Chemother. 2001. Vol. 48, No. S1. P. 5–16. doi: 10.1093/jac/48.suppl_1.5
  32. Mortelmans K., Zeiger E. The Ames Salmonella/microsome mutagenicity assay // Mutat Res Fund Mol Mech Mutag. 2000. Vol. 455, No. 1–2. P. 29–60. doi: 10.1016/s0027-5107(00)00064-6
  33. Wang Y., Xu Z., Bach S.J., McAllister T.A. Sensitivity of Escherichia coli to seaweed (Ascophyllum nodosum) phlorotannins and terrestrial tannins. Asian-Australas // J Anim Sci. 2009. Vol. 22, No. 2. P. 238–245. doi: 10.5713/ajas.2009.80213
  34. Iken K., Amsler C.D., Amsler M.O., et al. Field studies on deterrent properties of phlorotannins in Antarctic brown algae // Bot Mar. 2009. Vol. 52, No. 6. P. 547–557. doi: 10.1515/BOT.2009.071
  35. Deniaud-Bouët E., Kervarec N., Michel G., et al. Chemical and enzymatic fractionation of cell walls from Fucales: insights into the structure of the extracellular matrix of brown algae // Ann Bot. 2014. Vol. 114, No. 6. P. 1203–1216. doi: 10.1093/aob/mcu096
  36. Lemesheva V., Tarakhovskaya E. Physiological functions of phlorotannins // Biol Comm. 2018. Vol. 63, No. 1. P. 70–76. doi: 10.21638/spbu03.2018.108
  37. www.ema.europa.eu [Электронный ресурс]. ICH guideline S2 (R1) on genotoxicity testing and data interpretation for pharmaceuticals intended for human use — Scientific guideline [дата обращения: 20.09.2023]. Режим доступа: https://www.ema.europa.eu/en/ich-s2-r1-genotoxicity-testing-data-interpretation-pharmaceuticals-intended-human-use
  38. Patrineli A., Clifford M.N., Ioannides C. Contribution of phenols, quinones and reactive oxygen species to the mutagenicity of white grape juice in the Ames test // Food Chem Toxicol. 1996. Vol. 34, No. 9. P. 869–872. doi: 10.1016/s0278-6915(96)00048-8
  39. Calvo T.R., Demarco D., Santos F.V., et al. Phenolic compounds in leaves of Alchornea triplinervia: anatomical localization, mutagenicity, and antibacterial activity // Nat Prod Commun. 2010. Vol. 5, No. 8. P. 1225–1532. doi: 10.1177/1934578X1000500816
  40. de Mejía E.G., Castaño-Tostado E., Loarca-Piña G. Antimutagenic effects of natural phenolic compounds in beans // Mutat Res Genet Toxicol Environ Mutag. 1999. Vol. 441, No. 1. P. 1–9. doi: 10.1016/s1383-5718(99)00040-6
  41. Bouguellid G., Russo C., Lavorgna M., et al. Antimutagenic, antigenotoxic and antiproliferative activities of Fraxinus angustifolia Vahl. leaves and stem bark extracts and their phytochemical composition // PLoS One. 2020. Vol. 15. ID e0230690. doi: 10.1371/journal.pone.0230690
  42. Reid T.M., Wang C.Y., King C.M., Morton K.C. Mutagenicity of some benzidine congeners and their N-acetylated and N, N’-diacetylated derivatives in different strains of Salmonella typhimurium // Environ Mutag. 1984. Vol. 6, No. 2. P. 145–151. doi: 10.1002/em.2860060205
  43. Fragopoulou E., Nomikos T., Karantonis H.C., et al. Biological activity of acetylated phenolic compounds // J Agric Food Chem. 2007. Vol. 55, No. 1. P. 80–89. doi: 10.1021/jf0627221

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рисунок. Представители основных классов флоротаннинов: фуколы (1), флоретолы (2), фугалолы (3), эколы (4) и кармалолы (5) [3]

Скачать (92KB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах