Оценка эффективности групповой гормон-регулирующей синхронизации овуляции у самок мышей
- Авторы: Покровский В.М.1, Патраханов Е.А.1, Лебедев П.Р.1, Белашова А.В.1, Карагодина А.Ю.1, Шабалин А.А.2, Нестеров А.В.1, Марковская В.А.1, Покровский М.В.1
-
Учреждения:
- Белгородский государственный национальный исследовательский университет
- ФГБОУ ВО «Курский государственный медицинский университет»
- Выпуск: Том 8, № 4 (2020)
- Страницы: 255-262
- Раздел: Статьи
- URL: https://journals.rcsi.science/2307-9266/article/view/111647
- DOI: https://doi.org/10.19163/2307-9266-2020-8-4-255-262
- ID: 111647
Цитировать
Аннотация
Цель. Оценить эффективность гормон-регулирующей синхронизации овуляции у самок мышей, для увеличения количества одновременно оплодотворенных особей и получения потомства в запланированные сроки.
Материалы и методы. Исследование было проведено на 180 самках мышей трех линий – CBA/lac, C57BL/6, BALB/c (n=60), разделенные на три подгруппы: интактные (спаривание без подтверждения фазы эструса) (n=20),цитологическое исследование вагинального секрета перед спариванием с определением фазы эструса(n=20), гормон-регулирующей синхронизации эстрального цикла с введением прогестерона (4,5 мг/100 г) на 1-е и простагландина F2α (0,083 мг/100 г) на 7-е сутки однократно от начала эксперимента с последующим немедленным спариванием(n=20).Запланированной датой родов считались 22 сутки с момента спаривания. Индекс синхронизации овуляции (ИСО) оценивался на 14 сутки с момента спаривания.
Результаты. На 14-й день с начала эксперимента индекс синхронизации овуляции в интактных группах линий CBA/lac, C57BL/6, BALB/c составил 25%, 25%, 40% соответственно. Количество беременных особей на 14 сутки, допущенных к спариванию после установленного эструса методом цитологической оценки вагинального секрета согласно ИСО, составило 65%, 60%, 75% соответственно. В экспериментальных группах ИСО составил 80%, 75%, 100% соответственно. На 22 сутки количество родивших самок линий CBA/lac, C57BL/6, BALB/c в интактных группе составило 3, 1, 3 особи, в контрольных 10, 6, 9, а в экспериментальной группе 16, 15, 17 что достоверно выше чем в контрольных и интактных группах (p˂0,05).
Заключение. Гормон-регулирующая синхронизация овуляции у самок мышей достоверно увеличивает количество разродившихся особей на 22 сутки относительно синхронизированных по эструсу животных на 53% и интакта на 85,5%. Выявлено, что дополнительным эффектом гормональной синхронизации овуляции является увеличение количества приплода в 2,2 раза в сравнении с контрольными группами и в 3,9 раз в сравнении с интактными группами. Данный способ планирования сроков рождения потомства экспериментальных животных сокращает временные затраты проведения доклинических исследований лекарственных препаратов по следующим видам оценки токсических эффектов: репродуктивная токсичность, эмбриотоксичность, тератогенность, влияние на фертильность. Кроме того, данный способ расширяет возможности экспериментального моделирования патологий беременности и плода с последующей оценкой их фармакологической коррекции.
Ключевые слова
Полный текст
Открыть статью на сайте журналаОб авторах
Владимир М. Покровский
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Автор, ответственный за переписку.
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-3138-2075
студент 5-го курса Медицинского института
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Евгений А. Патраханов
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: pateval7@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-8415-4562
студент 5-го курса Медицинского института
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Петр Р. Лебедев
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: Artkeit@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-9102-3360
студент 5-го курса Медицинского института
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Анастасия В. Белашова
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
студентка 4-го курса Медицинского института
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Анастасия Ю. Карагодина
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-9440-5866
студентка 5-го курса Медицинского института
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Алексей А. Шабалин
ФГБОУ ВО «Курский государственный медицинский университет»
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-1867-7074
студент 5-го курса
Россия, 305041, г. Курск, ул. К. Маркса, 3Аркадий В. Нестеров
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
кандидат медицинских наук, доцент кафедры патологии
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Вера А. Марковская
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: vmpokrovsky@yandex.ru
кандидат биологических наук, доцент кафедры патологии
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Михаил В. Покровский
Белгородский государственный национальный исследовательский университет
Email: mpokrovsky@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-2761-6249
доктор медицинских наук, профессор кафедры фармакологии и клинической фармакологии, руководитель НИИ Фармакологии живых систем
Россия, 308015, г. Белгород, ул. Победы, 85Список литературы
- Åhlgren J., Voikar V. Experiments done in Black-6 mice: what does it mean? Lab Anim (NY). 2019. V. 48, N 6. P. 171–180. doi: 10.1038/s41684-019-0288-8
- Mayer B., Stahl V., Kron M. The use of gatekeeping procedures in the statistical planning of animal experiments. Altern Lab Anim. 2017. V. 45, N 6. P. 317–328. doi: 10.1177/026119291704500608
- McLean A.C., Valenzuela N., Fai S., Bennet S.A. Performing vaginal lavage, crystal violet staining, and vaginal cytological evaluation or mouse estrous cycle staging identification. J Vis Exp. 2012.V. 15, N 67. e4389.
- Ekambaram G., SKS K., Joseph L.D. Comparative Study on the Estimation of Estrous Cycle in Mice by Visual and Vaginal Lavage Method. J Clin Diagnostic Res. 2017. V. 11, N 1. AC05–AC07.
- Regidor P.A. Clinical relevance in present day hormonal contraception. Horm Mol Biol Clin Investig. 2018. V. 37, N 1. doi: 10.1515/hmbci-2018-0030
- C.E.P. Leonardi L.F.M., Pfeifer M.I.B., Rubin J., Singh R.J., Mapletoft G.A., Pessoa A.M., Bainy C.A.M. Silva. Prostaglandin F2α promotes ovulation in prepubertal heifers Theriogenology. 2012. V. 78, N 7. P. 1578–82. doi: 10.1016/j.theriogenology
- Pinaffi F.L.V., Araujo E.R., Ginther O.J. Role of luteal biosynthesis of prostaglandin F2α on function and structure of the corpus luteum during luteolysis in heifers. Domest Anim Endocrinol. 2018. N 63. P.10–14. doi: 10.1016/j.domaniend
- Auta T., Hassan A.T. Alteration in oestrus cycle and implantation in Mus musculus administered aqueous wood ash extract of Azadirachta indica (neem) Asian Pacific J Reproduction. 2016. V. 5, N 3. P. 188–192. doi: 10.1016/j.apjr.2016.03.003
- Гайдай Е.А., Гайдай Д.С. Генетическое разнообразие экспериментальных мышей и крыс: история возникновения, способы получения и контроля. Лабораторные животные для научных исследований. 2019. – № 4. – 9 с. doi: 10.29926/2618723X-2019-04-09
- Achiraman S., Archunan G., Sankar Ganesh D., Rajagopal T., Rengarajan R.L., Kokilavani P., Kamalakkannan S., Kannan S. Biochemical analysis of female mice urine with reference to endocrine function: a key tool for estrus detection. Zool Sci. 2011. N 28. P. 600–605. doi: 10.2108/zsj.28.600
- Barret K.E., Barman S.M., Boitano S., Brooks H.L. Reproductive development and function of the female reproductive system. In: Ganong’s review of medical physiology. 24th edition, McGraw Hill Education.
- Cora M.C., Kooistra L., Travlos G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicol Pathol. 2015. V. 43. P. 776–793. doi: 10.1177/0192623315570339
- Barbieri R.L. The endocrinology of the menstrual cycle. Methods Mol Biol. 2014. V. 1154. P. 145–169. doi: 10.1007/978-1-4939-0659-8_7
- 14. Robker R.L., Akison L.K., Russell D.L. Control of oocyte release by progesterone receptor-regulated gene expression. Nucl Recept Signal. 2009. V. 7. e012.
- Snyder B.W., Beecham G.D., Schane H.P. Inhibition of ovulation in rats with epostane, an inhibitor of 3 beta-hydroxysteroid dehydrogenase. Proc Soc Exp Biol Med. 1984. V. 176. P. 3238–242.
- Loutradis D., Bletsa R., Aravantinos L., Kallianidis K., Michalas S., Psychoyos A. Preovulatory effects of the progesterone antagonist mifepristone (RU486) in mice. Hum Reprod. 1991. V. 6, N 9. P. 1238–1240.
- Pall M., Mikuni M., Mitsube K., Brännström M. Time-dependent ovulation inhibition of a selective progesterone-receptor antagonist (Org 31710) and effects on ovulatory mediators in the in vitro perfused rat ovary. Biol Reprod. 2000. V. 63, N 6. P. 1642–1647.
- Robker R.L., Russell D.L., Espey L.L., Lydon J.P., O’Malley B.W., Richards J.S. Progesterone-regulated genes in the ovulation process: ADAMTS-1 and cathepsin L proteases. Proc Natl Acad Sci USA. 2000. V. 97, N 9. P. 4689–4694.
- Bishop C.V., Hennebold J.D., Kahl C.A., Stouffer R.L. Knockdown of progesterone receptor (PGR) in macaque granulosa cells disrupts ovulation and progesterone production. BiolReprod. 2016;94(5):109.
- Методические указания по изучению эмбриотоксического действия фармакологических веществ и влияния их на репродуктивную функцию // Изд-во М.: Фармакологический комитет, 1986. – 25 с.
- Довжикова И.В., Луценко М.Т. Современные представления о роли прогестерона (обзор литературы) // Бюл. физ. и пат. дых. 2016. Т. 1, № 60.
Дополнительные файлы
