Структурные закономерности потенциации и блокады тормозных цис-петельных рецепторов через трансмембранный домен

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Анион-проводящие цис-петельные рецепторы, активируемые γ-аминомасляной кислотой и глицином (ГАМКАР и ГлиР), ответственны за процессы торможения в головном и спинном мозге. Эти рецепторы являются мишенью для различных групп веществ, которые потенцируют или угнетают их функции. Многие из этих агентов являются клинически важными препаратами, используемыми для лечения неврологических и психических заболеваний.

В обзоре представлены как собственные, так и литературные данные по электрофизиологическим, мутационным и биохимическим исследованиям, которые изучают как вещества, относящиеся к классам неконкурентных антагонистов, общих анестетиков, барбитуратов и фенаматов, модулируют ГАМКАР и ГлиР. Большое внимание уделено собственным исследованиям с использованием методов молекулярного моделирования, которые позволили определить места и раскрыть основные характеристики связывания этих веществ с трансмембранным доменом ГАМКАР и ГлиР. Изучение структурных закономерностей связывания позволило нам выявить возможные молекулярные механизмы действия этих веществ.

Об авторах

Алексей Владимирович Россохин

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Автор, ответственный за переписку.
Email: alrossokhin@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-7024-7461

к.ф-м.н., в.н.с. лаб. функциональной синаптологии Института мозга

Россия, 105064, Москва, переулок Обуха, д. 5

Список литературы

  1. Webb T.I., Lynch J.W. Molecular pharmacology of the glycine receptor chloride channel. Curr. Pharm. Des. 2007; 13(23): 2350–2367. doi: 10.2174/138161207781368693
  2. Braat S., Kooy R.F. The GABAA receptor as a therapeutic target for neurodevelopmental disorders. Neuron. 2015; 86(5): 1119–1130. doi: 10.1016/j.neuron.2015.03.042
  3. Sieghart W. Allosteric modulation of GABAA receptors via multiple drug–binding sites. Adv. Pharmacol. 2015; 72: 53–96. doi: 10.1016/bs.apha.2014.10.002
  4. Olsen R.W. GABAA receptor: positive and negative allosteric modulators. Neuropharmacology. 2018; 136(Pt A): 10–22. doi: 10.1016/j.neuropharm.2018.01.036
  5. Hille B. Ionic channels of excitable membrane. 3 ed. Sunderland; 2001.
  6. Jones A.K., Sattelle D.B. The cys-loop ligand-gated ion channel gene superfamily of the red flour beetle, Tribolium castaneum. BMC Genomics. 2007; 8: 327. doi: 10.1186/1471-2164-8-327
  7. Corringer P.J., Baaden M., Bocquet N. et al. Atomic structure and dynamics of pentameric ligand–gated ion channels: new insight from bacterial homologues. J. Physiol. 2010; 588(Pt 4): 565–572. doi: 10.1113/jphysiol.2009.183160
  8. Jaiteh M., Taly A., Henin J. Evolution of pentameric ligand-gated ion channels: pro-loop receptors. PLoS One. 2016; 11(3): e0151934. doi: 10.1371/journal.pone.0151934
  9. Hevers W., Luddens H. The diversity of GABAA receptors. Pharmacological and electrophysiological properties of GABAA channel subtypes. Mol. Neurobiol. 1998; 18(1): 35–86. doi: 10.1007/BF02741459
  10. Sieghart W. Structure, pharmacology, and function of GABAA receptor subtypes. Adv. Pharmacol. 2006; 54: 231–263. doi: 10.1016/s1054–3589(06)54010-4
  11. Aroeira R.I., Ribeiro J.A., Sebastiao A.M. et al. Age-related changes of glycine receptor at the rat hippocampus: from the embryo to the adult. J. Neurochem. 2011; 118(3): 339–353. doi: 10.1111/j.1471–4159.2011.07197.x
  12. Dutertre S., Becker C.M., Betz H. Inhibitory glycine receptors: an update. J. Biol. Chem. 2012; 287(48): 40216–40223. doi: 10.1074/jbc.R112.408229
  13. Jonsson S., Morud J., Pickering C. et al. Changes in glycine receptor subunit expression in forebrain regions of the Wistar rat over development. Brain Res. 2012; 1446: 12–21. doi: 10.1016/j.brainres.2012.01.050
  14. Yu H., Bai X.C., Wang W. Characterization of the subunit composition and structure of adult human glycine receptors. Neuron. 2021; 109(17): 2707–2716 e2706. doi: 10.1016/j.neuron.2021.08.019.
  15. Miller P.S., Smart T.G. Binding, activation and modulation of Cys-loop receptors. Trends Pharmacol. Sci. 2010; 31(4): 161–174. doi: 10.1016/j.tips.2009.12.005
  16. Sauguet L., Shahsavar A., Poitevin F. et al. Crystal structures of a pentameric ligand–gated ion channel provide a mechanism for activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014; 111(3): 966–971. doi: 10.1073/pnas.1314997111
  17. Masiulis S., Desai R., Uchanski T. et al. GABAA receptor signalling mechanisms revealed by structural pharmacology. Nature. 2019; 565(7740): 454–459. doi: 10.1038/s41586-018-0832-5
  18. Breitinger U., Breitinger H.G. Modulators of the inhibitory glycine receptor. ACS Chem. Neurosci. 2020. 11(12): 1706–1725. doi: 10.1021/acschemneuro.0c00054
  19. Kim J.J., Hibbs R.E. Direct structural insights into GABAA receptor pharmacology. Trends Biochem. Sci. 2021. 46(6): 502–517. doi: 10.1016/j.tibs.2021.01.011
  20. Miller P.S., Aricescu A.R. Crystal structure of a human GABAA receptor. Nature. 2014; 512(7514): 270–275. doi: 10.1038/nature13293
  21. Du J., Lu W., Wu S. et al. Glycine receptor mechanism elucidated by electron cryo–microscopy. Nature. 2015; 526(7572): 224–229. doi: 10.1038/nature14853
  22. Huang X., Chen H., Michelsen K. et al. Crystal structure of human glycine receptor–alpha3 bound to antagonist strychnine. Nature. 2015; 526(7572): 277–280. doi: 10.1038/nature14972
  23. Laverty D., Desai R., Uchanski T. et al. Cryo–EM structure of the human alpha1beta3gamma2 GABAA receptor in a lipid bilayer. Nature. 2019; 565(7740): 516–520. doi: 10.1038/s41586-018-0833-4
  24. Kim J. J., Gharpure A., Teng J. et al. Shared structural mechanisms of general anaesthetics and benzodiazepines. Nature. 2020; 585(7824): 303–308. doi: 10.1038/s41586-020-2654-5
  25. Rossokhin A.V., Zhorov B.S. Side chain flexibility and the pore dimensions in the GABAA receptor. J. Comput. Aided Mol. Des. 2016; 30(7): 559–567. doi: 10.1007/s10822-016-9929-9
  26. Rossokhin A.V. Homology modeling of the transmembrane domain of the GABAA receptor. Biophysics. 2017; 62(5): 708–716. doi: 10.1134/s0006350917050190
  27. Miller C. Genetic manipulation of ion channels: a new approach to structure and mechanism. Neuron. 1989; 2(3): 1195–1205. doi: 10.1016/0896-6273(89)90304–8
  28. Gielen M., Corringer P.J. The dual-gate model for pentameric ligand–gated ion channels activation and desensitization. J. Physiol. 2018; 596(10): 1873–1902. doi: 10.1113/JP275100
  29. Chovancova E., Pavelka A., Benes P. et al. CAVER 3.0: a tool for the analysis of transport pathways in dynamic protein structures. PLoS Comput. Biol. 2012; 8(10): e1002708. doi: 10.1371/journal.pcbi.1002708
  30. Hilf R. J., Dutzler R. X-ray structure of a prokaryotic pentameric ligand–gated ion channel. Nature. 2008; 452(7185): 375–379. doi: 10.1038/nature06717
  31. Bocquet N., Nury H., Baaden M. et al. X-ray structure of a pentameric ligand–gated ion channel in an apparently open conformation. Nature. 2009; 457(7225): 111–114. doi: 10.1038/nature07462
  32. Hibbs R.E., Gouaux E. Principles of activation and permeation in an anion–selective Cys–loop receptor. Nature. 2011; 474(7349): 54–60. doi: 10.1038/nature10139
  33. Shannon R.D. Revised effective ionic radii and systematic studies of interatomic distances in halides and chalcogenides. Acta Crystallographica Section A. 1976; 32(5): 751–767. doi: 10.1107/s0567739476001551
  34. Lang P.F., Smith B.C. Ionic radii for Group 1 and Group 2 halide, hydride, fluoride, oxide, sulfide, selenide and telluride crystals. Dalton Trans. 2010; 39(33): 7786–7791. doi: 10.1039/c0dt00401d
  35. Conway D.E. Ionic hydration in chemistry and biophysics. New York; 1981.
  36. Michalowski M.A., Kraszewski S., Mozrzymas J.W. Binding site opening by loop C shift and chloride ion–pore interaction in the GABAA receptor model. Phys. Chem. Chem. Phys. 2017; 19(21): 13664–13678. doi: 10.1039/c7cp00582b
  37. Yang Z., Cromer B.A., Harvey R.J. et al. A proposed structural basis for picrotoxinin and picrotin binding in the glycine receptor pore. J. Neurochem. 2007; 103(2): 580–589. doi: 10.1111/j.1471-4159.2007.04850.x
  38. Wang D.S., Mangin J.M., Moonen G. et al. Mechanisms for picrotoxin block of alpha2 homomeric glycine receptors. J. Biol. Chem. 2006; 281(7): 3841–3855. doi: 10.1074/jbc.M511022200
  39. Bali M., Akabas M.H. The location of a closed channel gate in the GABAA receptor channel. J. Gen. Physiol. 2007; 129(2): 145–159. doi: 10.1085/jgp.200609639
  40. Chang Y., Weiss D.S. Site-specific fluorescence reveals distinct structural changes with GABA receptor activation and antagonism. Nat. Neurosci. 2002; 5(11): 1163–1168. doi: 10.1038/nn926
  41. Goutman J.D., Calvo D.J. Studies on the mechanisms of action of picrotoxin, quercetin and pregnanolone at the GABA rho 1 receptor. Br. J. Pharmacol. 2004; 141(4): 717–727. doi: 10.1038/sj.bjp.0705657
  42. Xu M., Covey D.F., Akabas M.H. Interaction of picrotoxin with GABAA receptor channel-lining residues probed in cysteine mutants. Biophys. J. 1995; 69(5): 1858–1867. doi: 10.1016/s0006-3495(95)80056-1
  43. Chen L., Durkin K.A., Casida J.E. Structural model for gamma–aminobutyric acid receptor noncompetitive antagonist binding: widely diverse structures fit the same site. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2006; 103(13): 5185–5190. doi: 10.1073/pnas.0600370103
  44. Sedelnikova A., Erkkila B.E., Harris H. et al. Stoichiometry of a pore mutation that abolishes picrotoxin–mediated antagonism of the GABAA receptor. J. Physiol. 2006; 577(2): 569–577. doi: 10.1113/jphysiol.2006.120287
  45. Zhorov B.S., Bregestovski P.D. Chloride channels of glycine and GABA receptors with blockers: Monte Carlo minimization and structure-activity relationships. Biophys. J. 2000; 78(4): 1786–1803. doi: 10.1016/S0006–3495(00)76729-4
  46. Erkkila B.E., Sedelnikova A.V., Weiss D.S. Stoichiometric pore mutations of the GABAA reveal a pattern of hydrogen bonding with picrotoxin. Biophys. J. 2008; 94(11): 4299–4306. doi: 10.1529/biophysj.107.118455
  47. Tokutomi N., Agopyan N., Akaike N. Penicillin-induced potentiation of glycine receptor–operated chloride current in rat ventro-medial hypothalamic neurones. Br. J. Pharmacol. 1992; 106(1): 73–78. doi: 10.1111/j.1476-5381.1992.tb14295.x
  48. Kumamoto E., Murata Y. Action of furosemide on GABA- and glycine currents in rat septal cholinergic neurons in culture. Brain Res. 1997; 776: 246–249. doi: 10.1016/s0006-8993(97)01083-4
  49. Kolbaev S.N., Sharonova I.N., Vorobjev V.S. et al. Mechanisms of GABAA receptor blockade by millimolar concentrations of furosemide in isolated rat Purkinje cells. Neuropharmacology. 2002; 42(7): 913–921. doi: 10.1016/s0028-3908(02)00042-4
  50. Rossokhin A.V., Sharonova I.N., Bukanova J.V. et al. Block of GABA receptor ion channel by penicillin: Electrophysiological and modeling insights toward the mechanism. Mol. Cell Neurosci. 2014; 63: 72–82. doi: 10.1016/j.mcn.2014.10.001
  51. Curtis D.R., Game C.J., Johnston G.A. et al. Convulsive action of penicillin. Brain Res. 1972; 43(1): 242–245. doi: 10.1016/0006-8993(72)90288-0
  52. Chow K.M., Hui A.C., Szeto C.C. Neurotoxicity induced by beta–lactam antibiotics: from bench to bedside. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 2005; 24(10): 649–653. doi: 10.1007/s10096-005-0021-y
  53. Neher E., Steinbach J.H. Local anaesthetics transiently block currents through single acetylcholine-receptor channels. J. Physiol. 1978; 277: 153–176. doi: 10.1113/jphysiol.1978.sp012267
  54. Vorobjev V.S., Sharonova I.N. Tetrahydroaminoacridine blocks and prolongs NMDA receptor–mediated responses in a voltage-dependent manner. Eur. J. Pharmacol. 1994; 253(1–2): 1–8. doi: 10.1016/0014-2999(94)90750-1
  55. Li Z., Scheraga H.A. Monte Carlo-minimization approach to the multiple-minima problem in protein folding. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987; 84(19): 6611–6615. doi: 10.1073/pnas.84.19.6611
  56. Rossokhin A., Teodorescu G., Grissmer S. et al. Interaction of d–tubocurarine with potassium channels: molecular modeling and ligand binding. Mol. Pharmacol. 2006; 69(4): 1356–1365. doi: 10.1124/mol.105.017970
  57. Rossokhin A., Dreker T., Grissmer S. et al. Why does the inner–helix mutation A413C double the stoichiometry of Kv1.3 channel block by emopamil but not by verapamil? Mol. Pharmacol. 2011; 79(4): 681–691. doi: 10.1124/mol.110.068031
  58. Franks N.P. Molecular targets underlying general anaesthesia. Br. J. Pharmacol. 2006; 147 Suppl 1: S72–S81. doi: 10.1038/sj.bjp.0706441
  59. Loscher W., Rogawski M.A. How theories evolved concerning the mechanism of action of barbiturates. Epilepsia. 2012; 53 Suppl 8: 12–25. doi: 10.1111/epi.12025
  60. Pistis M., Belelli D., Peters J.A. et al. The interaction of general anaesthetics with recombinant GABAA and glycine receptors expressed in Xenopus laevis oocytes: a comparative study. Br. J. Pharmacol. 1997; 122(8): 1707–1719. doi: 10.1038/sj.bjp.0701563
  61. Germann A.L., Shin D.J., Manion B.D. et al. Activation and modulation of recombinant glycine and GABAA receptors by 4-halogenated analogues of propofol. Br. J. Pharmacol. 2016; 173(21): 3110–3120. doi: 10.1111/bph.13566
  62. Frolich M., Lachinsky N., Moolenaar A.J. The influence of combined cyproterone acetate–ethinyl oestradiol therapy on serum levels of dehydroepiandrosterone, androstenedione, and testosterone in hirsute women. Acta Endocrinol. (Copenh.). 1977; 84(2): 333–342. doi: 10.1530/acta.0.0840333
  63. Woodward R.M., Polenzani L., Miledi R. Effects of fenamates and other nonsteroidal anti–inflammatory drugs on rat brain GABAA receptors expressed in Xenopus oocytes. J. Pharmacol. Exp. Ther. 1994; 268(2): 806–817.
  64. Zhang Z.X., Lü H., Dong X.P. et al. Kinetics of etomidate actions on GABAA receptors in the rat spinal dorsal horn neurons. Brain Res. 2002; 953(1–2): 93–100. doi: 10.1016/s0006–8993(02)03274–2
  65. Halliwell R.F., Thomas P., Patten D. et al. Subunit–selective modulation of GABAA receptors by the non–steroidal anti–inflammatory agent, mefenamic acid. Eur. J. Neurosci. 1999; 11(8): 2897–2905. doi: 10.1046/j.1460-9568.1999.00709.x
  66. Sharonova I.N., Dvorzhak A.Y. Blockade of GABAA receptor channels by niflumic acid prevents agonist dissociation. Biochemistry (Moscow) Suppl. Ser. A: Membrane and Cell Biol. 2013; 7(1): 37–44. doi: 10.1134/s1990747812050169.
  67. Rossokhin A.V., Sharonova I.N., Dvorzhak A. et al. The mechanisms of potentiation and inhibition of GABAA receptors by non-steroidal anti-inflammatory drugs, mefenamic and niflumic acids. Neuropharmacology. 2019; 160: 107795. doi: 10.1016/j.neuropharm.2019.107795
  68. Coyne L., Su J., Patten D. et al. Characterization of the interaction between fenamates and hippocampal neuron GABAA receptors. Neurochem. Int. 2007; 51(6–7): 440–446. doi: 10.1016/j.neuint.2007.04.017
  69. Maleeva G., Peiretti F., Zhorov B.S. et al. Voltage-dependent inhibition of glycine receptor channels by niflumic acid. Front. Mol. Neurosci. 2017; 10: 125. doi: 10.3389/fnmol.2017.00125
  70. Eaton M.M., Germann A.L., Arora R. et al. Multiple non-equivalent interfaces mediate direct activation of GABAA receptors by propofol. Curr. Neuropharmacol. 2016; 14(7): 772–780. doi: 10.2174/1570159x14666160202121319
  71. Stewart D.S., Hotta M., Li G.D. et al. Cysteine substitutions define etomidate binding and gating linkages in the alpha-M1 domain of gamma-aminobutyric acid type A (GABAA) receptors. J. Biol. Chem. 2013; 288(42): 30373–30386. doi: 10.1074/jbc.M113.494583
  72. Orser B.A., Wang L.Y., Pennefather P.S. et al. Propofol modulates activation and desensitization of GABAA receptors in cultured murine hippocampal neurons. J. Neurosci. 1994; 14(12): 7747–7760.
  73. Lu H., Xu T.L. The general anesthetic pentobarbital slows desensitization and deactivation of the glycine receptor in the rat spinal dorsal horn neurons. J. Biol. Chem. 2002; 277(44): 41369–41378. doi: 10.1074/jbc.M206768200
  74. Mathers D.A., Wan X., Puil E. Barbiturate activation and modulation of GABAA receptors in neocortex. Neuropharmacology. 2007; 52(4): 1160–1168. doi: 10.1016/j.neuropharm.2006.12.004
  75. Wakita M., Kotani N., Akaike N. Effects of propofol on glycinergic neurotransmission in a single spinal nerve synapse preparation. Brain Res. 2016; 1631: 147–156. doi: 10.1016/j.brainres.2015.11.030
  76. Parker I., Gundersen C.B., Miledi R. Actions of pentobarbital on rat brain receptors expressed in Xenopus oocytes. J. Neurosci. 1986; 6(8): 2290–2297. doi: 10.1523/JNEUROSCI.06-08-02290.1986
  77. Yang J., Uchida I. Mechanisms of etomidate potentiation of GABAA receptor-gated currents in cultured postnatal hippocampal neurons. Neuroscience. 1996; 73(1): 69–78. doi: 10.1016/0306-4522(96)00018-8
  78. Kitamura A., Sato R., Marszalec W. et al. Halothane and propofol modulation of gamma–aminobutyric acidA receptor single–channel currents. Anesth. Analg. 2004; 99(2): 409–415. doi: 10.1213/01.ANE.0000131969.46439.71
  79. Dvorzhak A.Y. Effects of fenamate on inhibitory postsynaptic currents in Purkinje’s cells. Bull. Exp. Biol. Med. 2008; 145(5): 564–568. doi: 10.1007/s10517-008-0144-0
  80. Belelli D., Lambert J.J., Peters J.A. et al. The interaction of the general anesthetic etomidate with the gamma-aminobutyric acid type A receptor is influenced by a single amino acid. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997; 94: 11031–11036. doi: 10.1073/pnas.94.20.11031
  81. Smith A.J., Oxley B., Malpas S. et al. Compounds exhibiting selective efficacy for different beta subunits of human recombinant gamma-aminobutyric acid A receptors. J. Pharmacol. Exp. Ther. 2004; 311(2): 601–609. doi: 10.1124/jpet.104.070342
  82. Li G.D., Chiara D.C., Sawyer G.W. et al. Identification of a GABAA receptor anesthetic binding site at subunit interfaces by photolabeling with an etomidate analog. J. Neurosci. 2006; 26(45): 11599–11605. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3467-06.2006
  83. Krasowskia M.D., Nishikawac K., Nikolaevaa N. et al. Methionine 286 in transmembrane domain 3 of the GABAA receptor β subunit controls a binding cavity for propofol and other alkylphenol general anesthetics. Neuropharmacology. 2001; 41(8): 952–964. doi: 10.1016/s0028-3908(01)00141-1
  84. Bali M., Akabas M.H. Defining the propofol binding site location on the GABAA receptor. Mol. Pharmacol. 2004; 65(1): 68–76. doi: 10.1124/mol.65.1.68
  85. Laurie D.J., Seeburg P.H., Wisden W. The distribution of 13 GABAA receptor subunit mRNAs in the rat brain. II. Olfactory bulb and cerebellum. J. Neurosci. 1992; 12(3): 1063–1076. doi: 10.1523/JNEUROSCI.12-03-01063.1992
  86. Rossokhin A. The general anesthetic etomidate and fenamate mefenamic acid oppositely affect GABAA and GlyR: a structural explanation. Eur. Biophys. J. 2020; 49(7): 591–607. doi: 10.1007/s00249-020-01464-7
  87. Rossokhin A.V., Sharonova I.N. Structural pharmacology of GABAA receptors. Ann. Clin. Exp. Neurol. 2021; 15(4): 44–53. doi: 10.54101/acen.2021.4.5
  88. Bode A., Lynch J.W. Analysis of hyperekplexia mutations identifies transmembrane domain rearrangements that mediate glycine receptor activation. J. Biol. Chem. 2013; 288(47): 33760–33771. doi: 10.1074/jbc.M113.513804
  89. Scott S., Lynch J.W., Keramidas A. Correlating structural and energetic changes in glycine receptor activation. J. Biol. Chem. 2015; 290(9): 5621–5634. doi: 10.1074/jbc.M114.616573
  90. Bode A., Lynch J.W. The impact of human hyperekplexia mutations on glycine receptor structure and function. Mol. Brain. 2014; 7: 2. doi: 10.1186/1756-6606-7-2
  91. Durisic N., Godin A.G., Wever C.M. et al. Stoichiometry of the human glycine receptor revealed by direct subunit counting. J. Neurosci. 2012; 32(37): 12915–12920. doi: 10.1523/JNEUROSCI.2050-12.2012
  92. Low S.E., Ito D., Hirata H. Characterization of the zebrafish glycine receptor family reveals insights into glycine receptor structure function and stoichiometry. Front. Mol. Neurosci. 2018; 11: 286. doi: 10.3389/fnmol.2018.00286

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Архитектура пентамерного лиганд-управляемого рецептора. А — вид на рецептор из плоскости мембраны. Фронтальная субъединица опущена, чтобы показать пору. Стрелка обозначает центральную ось рецептора. Обозначены трансмембранный и внеклеточный домены (ТМД и ЭКД); B — вид из внеклеточного пространства на ТМД. На выделенной цветом субъединице показаны трансмембранные спирали М1–М4. При помощи знаков +/– обозначены межсубъединичные интерфейсы; C — выравнивание аминокислотных последовательностей M1–M3 сегментов ГАМКАР и ГлиР. Последовательности ГАМКАР_α1 P14867, ГАМКАР_β1 P18505, ГАМКАР_β2 P47870, ГАМКАР_γ2 P18507, ГлиР_α1 P23415, ГлиР_α2 P23416, ГлиР_β P48167 взяты из базы данных UniProt. Выравнивание произведено относительно высококонсервативных остатков Arg 0'. Остатки, относящиеся к межсубъединичным потенцирующим сайтам, обозначены над последовательностями номерами со штрихом.

Скачать (408KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Пора ГАМКАР. А — визуализация пространства внутри поры моделей α1β2γ2 ГАМКАР, построенных по гомологии со структурами закрытого α3 ГлиР (5CFB), открытого α1 ГлиР (3JAE) и десенситизированного β3 ГАМКАР (4COF). Изображены только М2-сегменты различных субъединиц. Фронтальная субъединица удалена для ясности. Горизонтальные линии указывают на уровни остатков -2′, 9′ и 20′, соответствующих основным сужениям поры. Отдельные субъединицы выделены сине-зелёным (α1), оранжевым (β2) и пурпурным (γ2) цветами; В — изменение диаметра от глубины поры в моделях, соответствующих закрытому, открытому и десенситизированному состояниям рецептора. Вертикальные линии указывают на уровни поры -2′, 9′ и 20′.

Скачать (992KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Неконкурентные антагонисты ГАМКАР. А — крио-ЭМ структура ГАМКАР (6X40) в комплексе с ПТН; B, C — связывание ПН и ФУР в поре модели ГАМКАР, построенной по гомологии со структурой бактериального рецептора GLIC (3HEZ). На фрагментах A–C представлен вид в двух проекциях: из экстраклеточного пространства (сверху) и из плоскости мембраны (снизу). На изображениях из плоскости мембраны фронтальная субъединица не показана для ясности. Показаны боковые цепи остатков 2′, 6′, 9′ и 13′, вносящих наибольший вклад во взаимодействие с блокаторами. Водородные связи изображены красными пунктирными линиями. Цветовое изображение субъединиц соответствует рис. 2.

Скачать (274KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Потенциация и торможение ГАМКАР фенаматами. Потенцирующие сайты связывания МФК (А) и НФК (В) в β(+)/α(−)-трансмембранном интерфейсе модели α1β2γ2 ГАМКАР, построенной по гомологии со структурой 3JAE α1 ГлиР. C — наложение моделей α1β1γ2 и α1β2γ2 ГАМКАР в области β(+)/α(−)-интерфейса. Боковая цепь R19′ в β2-субъединице окрашена в зелёный цвет; D — энергетический профиль НФК в поре модели α1β2γ2 ГАМКАР; E — структурные модели связывания НФК в поре в верхнем и нижнем сайтах. На фрагментах А, B и E показаны боковые цепи остатков, которые вносят значительный вклад (> 1 ккал/моль) в энергию лиганд-рецепторных взаимодействий. Водородные связи показаны красными пунктирными линиями. Цветовое представление субъединиц такое же, как на рис. 2.

Скачать (306KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Структурные детерминанты потенциации ГлиР. А, B — ТМД α1 ГлиР в открытом (3JAE) и закрытом (3JAD) состоя-ниях. Показаны боковые цепи остатков R19′ и Q(–26′). Структуры 3JAE и 3JAD показаны, как выложены в Protein Data Bank, без предварительной минимизации энергии. С–Е — вид из плоскости мембраны на трансмембранные β(+)/α(−) (С), α(+)/β(−) (D) and β(+)/β(−) (E) интерфейсы модели α1β ГлиР, построенной по гомологии со структурой 3JAE. Показаны участки M1–M3 спиралей и боковые цепи остатков, гомологичных участвующим в связывании МФК в β(+)/α(−)-интерфейсе α1β2γ2 ГАМКАР. Водородные связи показаны красными пунктирными линиями. Отдельные субъединицы выделены сине-зеленым (α1) и оранжевым (β) цветами.

Скачать (321KB)
Метаданные

© Россохин А.В., 2022

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах