Подходы к выделению и очистке нуклеиновых кислот из крови для генотипирования человеческого лейкоцитарного антигена

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Гистосовместимость донора и реципиента обусловлена наличием на мембране клеток главного белкового комплекса гистосовместимости и является ключевым условием успешной трансплантации клеток, тканей и органов. Для определения гистосовместимости проводят генотипирование человеческого лейкоцитарного антигена, точность которого значительно зависит от качества и количества полученных из биоматериала нуклеиновых кислот. В лабораторной практике наиболее чистую и интактную дезоксирибонуклеиновую и рибонуклеиновую кислоты извлекают из крови, однако выбор доступной, эффективной и в то же время экономически оправданной методики их получения по-прежнему остается трудной задачей. Рассмотрены методики выделения и очистки нуклеиновых кислот из крови: органическая экстракция, высаливание, с помощью спин-колонок и магнитных частиц («бидов»), сопоставлены преимущества и недостатки, показатели их эффективности, практичности и стоимости. Обоснован выбор периферической крови в качестве источника генетического материала для генотипирования человеческого лейкоцитарного антигена. Проанализированы экспериментальные данные, сравнивающие соотношение «цена — качество» коммерческих протоколов извлечения дезоксирибонуклеиновой и рибонуклеиновой кислот из крови. Оценены перспективы модификации методик выделения и очистки нуклеиновых кислот из биоматериала для секвенирования генов человеческого лейкоцитарного антигена I и II классов с целью повышения эффективности оказания высокотехнологичной помощи. В целом потребность в доступных, недорогих и эффективных протоколах извлечения дезоксирибонуклеиновой и рибонуклеиновой кислот из минимальных объемов биоматериала стимулирует оптимизацию и модификацию уже существующих протоколов и создание новых методик на новых физико-химических принципах.

Об авторах

Олег Александрович Баранов

Военный инновационный технополис «ЭРА»

Email: repit13254@gmail.com

старший оператор

Россия, Анапа

Дмитрий Алексеевич Байран

Военный инновационный технополис «ЭРА»

Email: dima.bayran@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5527-5560

старший оператор

Россия, Анапа

Илья Владимирович Маркин

Военный инновационный технополис «ЭРА»

Автор, ответственный за переписку.
Email: ilya.markin.92@bk.ru
SPIN-код: 6021-7645

кандидат технических наук

Россия, Анапа

Елена Сергеевна Щелканова

Военный инновационный технополис «ЭРА»

Email: schelkanova_el@mail.ru
SPIN-код: 8396-0602

кандидат биологических наук

Россия, Анапа

Евгений Александрович Журбин

Военный инновационный технополис «ЭРА»

Email: zhurbin-90@mail.ru
SPIN-код: 8426-1354

кандидат медицинских наук

Россия, Анапа

Список литературы

  1. Williams R., Opelz G., Weil E., et al. The risk of transplant failure with HLA mismatch in recent times // Transplantation. 2016. Vol. 100. No. 9. P. e52–e53. doi: 10.1097/tp.0000000000001365
  2. Ochoa-Dıaz M.M., Daza-Giovannetty S., Gómez-Camargo D. Bacterial genotyping methods: from the basics to modern. Host-Pathogen Interactions // Humana Press. 2018. P. 13–20. doi: 10.1007/978-1-4939-7604-1_2
  3. Westhoff C.M. Blood group genotyping // Blood. 2019. Vol. 133. No. 17. P. 1814–1820. doi: 10.1182/blood-2018-11-833954
  4. Jackson S.E., Chester J.D. Personalised cancer medicine // Int J Cancer. 2014. Vol. 137. No. 2. P. 262–266. doi: 10.1002/ijc.28940
  5. Shendure J., Findlay G.M., Snyder M.W. Genomic Medicine-Progress, Pitfalls, and Promise // Cell. 2019. Vol. 177. No. 1. P. 45–57. doi: 10.1016/j.cell.2019.02.003
  6. Osoegawa K., Vayntrub T.A., Wenda S., et al. Quality control project of NGS HLA genotyping for the 17th International HLA and Immunogenetics Workshop // Hum Immunol. 2019. Vol. 80. No. 4. P. 228–236. doi: 10.1016/j.humimm.2019.01.009
  7. Madden K., Chabot-Richards D. HLA testing in the molecular diagnostic laboratory // Virchows Archiv. 2018. Vol. 474. No. 2. P. 139–147. doi: 10.1007/s00428-018-2501-3
  8. Gupta N. DNA extraction and polymerase chain reaction // J Cytol. 2019. Vol. 36. No. 2. P. 116–117. doi: 10.4103/joc.joc_110_18
  9. Shehadul Islam M., Aryasomayajula A., Selvaganapathy P.R. A Review on Macroscale and Microscale Cell Lysis Methods // Micromachines (Basel). 2017. Vol. 8. No. 3. P. 83. doi: 10.3390/mi8030083
  10. Mullegama S.V., Alberti M.O., Au C., et al. Nucleic Acid Extraction from Human Biological Samples // Biobanking: Methods and Protocols. 2018. P. 359–383. doi: 10.1007/978-1-4939-8935-5_30
  11. Tan S.C., Yiap B.C. DNA, RNA, and Protein Extraction: The Past and The Present // J Biomed Biotechnol. 2009. Vol. 2009. P. 1–10. doi: 10.1155/2009/574398
  12. Greathouse K.L., Sinha R, Vogtmann E. DNA extraction for human microbiome studies: the issue of standardization // Genome Biol. 2019. Vol. 20. ID 212. doi: 10.1186/s13059-019-1843-8
  13. Singer V.L., Jones L.J., Yue S.T., Haugland R.P. Characterization of PicoGreen Reagent and Development of a Fluorescence-Based Solution Assay for Double-Stranded DNA Quantitation // Anal Biochem. 1997. Vol. 249. No. 2. P. 228–238. doi: 10.1006/abio.1997.2177
  14. Georgiou C.D., Papapostolou I. Assay for the quantification of intact/fragmented genomic DNA // Anal Biochem. 2006. Vol. 358. No. 2. P. 247–256. doi: 10.1016/j.ab.2006.07.035
  15. Sambrook J. Molecular cloning: a laboratory manual. NY: Cold Spring Harbor Laboratory Press, 1989.
  16. Buckingham L. Molecular Diagnostics. 3 edition. Philadelphia: F.A. Davis Company, 2019. 576 p.
  17. Chomczynski P., Mackey K., Drews R., Wilfinger W. DNAzol®: A Reagent for the Rapid Isolation of Genomic DNA // Biotechniques. 1997. Vol. 22. No. 3. P. 550–553. doi: 10.2144/97223pf01
  18. Chomczynski P., Sacchi N. Single-Step Method of RNA Isolation by Acid Guanidinium Thiocyanate-Phenol-Chloroform Extraction // Anal Biochem. 1987. Vol. 162. No. 1. P. 156–159. doi: 10.1006/abio.1987.9999
  19. Simms D., Cizdziel P., Chomczynski P., et al. TRIzol: A new reagent for optimal single-step isolation of RNA // Focus. 1993. Vol. 15. No. 4. P. 532–535.
  20. Chomczynski P., Sacchi N. The single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate–phenol–chloroform extraction: twenty-something years on // Nat Protoc. 2006. Vol. 1. No. 2. P. 581–585. doi: 10.1038/nprot.2006.83
  21. Miller S.A., Dykes D.D., Polesky H.F. A simple salting out procedure for extracting DNA from human nucleated cells // Nucleic Acids Res. 1988. Vol. 16. No. 3. P. 1215–1215. doi: 10.1093/nar/16.3.1215
  22. Aljanabi S.M., Martinez I. Universal and rapid salt-extraction of high quality genomic DNA for PCR- based techniques // Nucleic Acids Res. 1997. Vol. 25. No. 22. P. 4692–4693. doi: 10.1093/nar/25.22.4692
  23. Suguna S., Nandal D., Kamble S., et al. Genomic DNA isolation from human whole blood samples by non-enzymatic salting out method // Int J pharm sci. 2014. Vol. 6. No. 6. P. 198–199.
  24. Moradi M., Yari K., Khodarahmi R. A novel, efficient, fast and inexpensive DNA extraction protocol from whole blood applicable for studying drug-DNA interaction // J Rep Pharm Sci. 2014. Vol. 3. No. 1. P. 80–84.
  25. Padhye V.V., York C., Burkiewicz A. Nucleic acid purification on silica gel and glass mixtures. United States patent US 5658548. 1997 Aug 19.
  26. Kojima K., Ozawa S. Method for isolating and purifying nucleic acids. United States patent US 6905825. 2005.
  27. Woodard D.L., Howard A.J., Down J.A. Process for purifying DNA on hydrated silica. United States patent US 5342931. 1994 Aug 30.
  28. Gjerde D.T., Hoang L., Hornby D. RNA Purification and Analysis: Sample Preparation, Extraction, Chromatography // RNA Purification and Analysis. 2009. P. 1–16. doi: 10.1002/9783527627196
  29. Nargessi R.D. Magnetic isolation and purification of nucleic acids. United States patent US 6855499B1. 2005.
  30. Berensmeier S. Magnetic particles for the separation and purification of nucleic acids // Appl Microbiol Biotechnol. 2006. Vol. 73. No. 3. P. 495–504. doi: 10.1007/s00253-006-0675-0
  31. Barbosa C., Nogueira S., Gadanho M., Chaves S. DNA extraction: finding the most suitable method // Molecular Microbial Diagnostic Methods. 2016. P. 135–154. doi: 10.1016/b978-0-12-416999-9.00007-1
  32. Albretsen C., Kalland K.-H., Haukanes B.-I., et al. Applications of magnetic beads with covalently attached oligonucleotides in hybridization: Isolation and detection of specific measles virus mRNA from a crude cell lysate // Anal Biochem. 1990. Vol. 189. No. 1. P. 40–50. doi: 10.1016/0003-2697(90)90041-7
  33. Bosnes M., Breivold E., Jobert L., et al. Solid-phase in vitro transcription and mRNA purification using DynabeadsTM, superparamagnetic beads // 5th International mRNA Health Conference. 2017.
  34. Philibert R.A., Zadorozhnyaya O., Beach S.R.H., Brody G.H. Comparison of the genotyping results using DNA obtained from blood and saliva // Psychiatr Genet. 2008. Vol. 18. No. 6. P. 275–281. doi: 10.1097/ypg.0b013e3283060f81
  35. Godderis L., Schouteden C., Tabish A., et al. Global Methylation and Hydroxymethylation in DNA from Blood and Saliva in Healthy Volunteers // Biomed Res Int. 2015. Vol. 2015. ID 845041. doi: 10.1155/2015/845041
  36. Elliott P., Peakman T. The UK Biobank sample handling and storage protocol for the collection, processing and archiving of human blood and urine // Int J Epidemiol. 2008. Vol. 37. No. 2. P. 234–244. doi: 10.1093/ije/dym276
  37. Chacon-Cortes D., Haupt L.M., Lea R.A., Griffiths L.R. Comparison of genomic DNA extraction techniques from whole blood samples: a time, cost and quality evaluation study // Mol Biol Rep. 2012. Vol. 39. No. 5. P. 5961–5966. doi: 10.1007/s11033-011-1408-8
  38. Ghaheri M., Kahrizi D., Yari K., et al. A comparative evaluation of four DNA extraction protocols from whole blood sample // Cell Mol Biol. 2016. Vol. 62. No. 3. P. 120–124.
  39. Koshy L., Anju A.L., Harikrishnan S., et al. Evaluating genomic DNA extraction methods from human whole blood using endpoint and real-time PCR assays // Mol Biol Rep. 2016. Vol. 44. No. 1. P. 97–108. doi: 10.1007/s11033-016-4085-9
  40. Sakyi S.A., Kumi B., Ephraim R.K.D., et al. Modified DNA extraction technique for use in resource-limited settings: comparison of salting out methods versus QIAamp blood mini kit // Annals of Medical and Health Sciences Research. 2017. Vol. 7. No. 3. P. 131–136.
  41. Psifidi A., Dovas C.I., Bramis G., et al. Comparison of Eleven Methods for Genomic DNA Extraction Suitable for Large-Scale Whole-Genome Genotyping and Long-Term DNA Banking Using Blood Samples // PLoS One. 2015. Vol. 10. No. 1. ID e0115960. doi: 10.1371/journal.pone.0115960
  42. Metzker M.L. Sequencing technologies – the next generation // Nat Rev Genet. 2009. Vol. 11. No. 1. P. 31–46. doi: 10.1038/nrg2626
  43. Zeng X., Elwick K., Mayes C., et al. Assessment of impact of DNA extraction methods on analysis of human remain samples on massively parallel sequencing success // Int J Legal Med. 2018. Vol. 133. No. 1. P. 51–58. doi: 10.1007/s00414-018-1955-9
  44. Rodríguez A., Duyvejonck H., Van Belleghem J.D., et al. Comparison of procedures for RNA-extraction from peripheral blood mononuclear cells // PLoS One. 2020. Vol. 15. No. 2. ID e0229423. doi: 10.1371/journal.pone.0229423
  45. Richards J., Unger E.R., Rajeevan M.S. Simultaneous extraction of mRNA and microRNA from whole blood stabilized in tempus tubes // BMC Res Notes. 2019. Vol. 12. No. 1. ID 39. doi: 10.1186/s13104-019-4087-5
  46. Kim J.-H., Jin H.-O., Park J.-A., et al. Comparison of three different kits for extraction of high-quality RNA from frozen blood // Springerplus. 2014. Vol. 3. No. 1. ID 76. doi: 10.1186/2193-1801-3-76
  47. Aarem J., Brunborg G., Aas K.K., et al. Comparison of blood RNA isolation methods from samples stabilized in Tempus tubes and stored at a large human biobank // BMC Res Notes. 2016. Vol. 9. No. 1. ID 430. doi: 10.1186/s13104-016-2224-y
  48. Schwochow D., Serieys L.E.K., Wayne R.K., Thalmann O. Efficient recovery of whole blood RNA – a comparison of commercial RNA extraction protocols for high-throughput applications in wildlife species // BMC Biotechnol. 2012. Vol. 12, No. 1. ID 33. doi: 10.1186/1472-6750-12-33
  49. Fleige S., Pfaffl M.W. RNA integrity and the effect on the real-time qRT-PCR performance // Mol Aspects Med. 2006. Vol. 27. No. 2-3. P. 126–139. doi: 10.1016/j.mam.2005.12.003
  50. Fleige S., Walf V., Huch S., et al. Comparison of relative mRNA quantification models and the impact of RNA integrity in quantitative real-time RT-PCR // Biotechnol Lett. 2006. Vol. 28. No. 19. P. 1601–1613. doi: 10.1007/s10529-006-9127-2

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Органическая (фенол-хлороформная) экстракция нуклеиновых кислот: а — геномной ДНК; b — РНК

Скачать (389KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Выделение геномной ДНК путем высаливания

Скачать (1MB)
Метаданные
4. Рис. 3. Выделение нуклеиновых кислот с использованием спин-колонок: a — геномной ДНК; b — РНК

Скачать (478KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Выделение нуклеиновых кислот на магнитных частицах: a — геномной ДНК; b — РНК

Скачать (485KB)
Метаданные

© Баранов О.А., Байран Д.А., Маркин И.В., Щелканова Е.С., Журбин Е.А., 2022

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах