IP3-РЕЦЕПТОРЫ ОПОСРЕДУЮТ КАЛЬЦИЕВУЮ И АНАБОЛИЧЕСКУЮ СИГНАЛИЗАЦИЮ, СВЯЗАННУЮ С АТРОФИЕЙ МЫШЦ ВО ВРЕМЯ ТРЁХДНЕВНОЙ РАЗГРУЗКИ ЗАДНИХ КОНЕЧНОСТЕЙ У КРЫС

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Разгрузка скелетных мышц приводит к мышечной атрофии, связанной с усилением экспрессии протеолитических генов и снижением синтеза белка, что часто сопровождается изменением кальциевой сигнализации. Мы использовали ингибитор рецепторов инозитол-1,4,5-трифосфата (IP3R) аминоэтоксидифенилборат (2-APB), чтобы проверить гипотезу об участии IP3R в данных изменениях. Крыс-самцов линии Вистар разделили на 4 группы (по 8 в каждой): (1) группа виварного контроля, (2) группа виварного контроля с ежедневными внутрибрюшинными инъекциями 2-APB (10 мг/кг массы тела), (3) группа, подвергавшаяся трёхдневному вывешиванию задних конечностей, (4) группа, подвергавшаяся трёхдневному вывешиванию задних конечностей и ежедневному введению 2-APB. После проведения эксперимента камбаловидную мышцу каждого животного анализировали методом Вестерн-блоттинга на кальций-связанные маркеры, анаболические и катаболические сигнальные маркеры. Трёхдневная разгрузка задних конечностей привела к снижению индекса массы мышц, усилению экспрессии анаболического супрессора фосфо-(Thr-56)-eEF2 и снижению показателей анаболической сигнализации mTOR и рРНК. Это сопровождалось повышением содержания ядерного фосфо-(Thr286)-CaMKII (p < 0,05) и цитозольного кальцинейрина A. Хотя 2-APB не влиял на анаболические и катаболические изменения, управляемые mTOR, он значительно ослаблял таковые в кальций-зависимых мишенях, таких как CaMKII, кальцинейрин и фосфо-eEF2. Напротив, протеолитическая сигнализация была в равной степени усилена у контрольных животных и животных, получавших 2-APB, после трёхдневной разгрузки задних конечностей (экспрессия мРНК MuRF-1, атрогина-1, Ulk-1 и убиквитина). Эти результаты предполагают, что IP3R участвуют в мышечной атрофии, вызванной разгрузкой, через контроль ядерного кальция, но не являются необходимыми для снижения активности mTOR.

Об авторах

К. А Зарипова

Институт медико-биологических проблем РАН

Москва, Россия

Р. О Боков

Институт медико-биологических проблем РАН

Москва, Россия

К. А Шарло

Институт медико-биологических проблем РАН

Email: sharlokris@gmail.com
Москва, Россия

С. П Белова

Институт медико-биологических проблем РАН

Email: swetbell@mail.ru
Москва, Россия

Т. Л Немировская

Институт медико-биологических проблем РАН

Email: nemirovskaya@bk.ru
Москва, Россия

Список литературы

  1. Caiozzo, V. J., Baker, M. J., Herrick, R. E., Tao, M., and Baldwin, K. M. (1994) Effect of spaceflight on skeletal muscle: mechanical properties and myosin isoform content of a slow muscle, J. Appl. Physiol., 76, 1764-1773, https://doi.org/10.1152/jappl.1994.76.4.1764.
  2. Convertino, V. A., Bloomfield, S. A., and Greenleaf, J. E. (1997) An overview of the issues: physiological effects of bed rest and restricted physical activity, Med. Sci. Sports Exerc., 29, 187-190, https://doi.org/10.1097/00005768-199702000-00004.
  3. Shenkman, B. S., and Nemirovskaya, T. L. (2008) Calcium-dependent signaling mechanisms and soleus fiber remodeling under gravitational unloading, J. Muscle Res. Cell Motil., 29, 221-230, https://doi.org/10.1007/s10974-008-9164-7.
  4. Ingalls, C. P., Warren, G. L., and Armstrong, R. B. (1999) Intracellular Ca2+ transients in mouse soleus muscle after hindlimb unloading and reloading, J. Appl. Physiol., 87, 386-390, https://doi.org/10.1152/jappl.1999.87.1.386.
  5. Yang, H., Wang, H., Pan, F., Guo, Y., Cao, L., Yan, W., and Gao, Y. (2023) New findings: hindlimb unloading causes nucleocytoplasmic Ca2+ overload and DNA damage in skeletal muscle, Cells, 12, 1077, https://doi.org/10.3390/cells12071077.
  6. Chibalin, A. V., Benziane, B., Zakyrjanova, G. F., Kravtsova, V. V., and Krivoi, I.I. (2018) Early endplate remodeling and skeletal muscle signaling events following rat hindlimb suspension, J. Cell. Physiol., 233, 6329-6336, https://doi.org/10.1002/jcp.26594.
  7. Araya, R., Liberona, J. L., Cardenas, J. C., Riveros, N., Estrada, M., Powell, J. A., Carrasco, M. A., and Jaimovich, E. (2003) Dihydropyridine receptors as voltage sensors for a depolarization-evoked, IP3R-mediated, slow calcium signal in skeletal muscle cells, J. Gen. Physiol., 121, 3-16, https://doi.org/10.1085/jgp.20028671.
  8. Cardenas, C., Liberona, J. L., Molgo, J., Colasante, C., Mignery, G. A., and Jaimovich, E. (2005) Nuclear inositol 1,4,5-trisphosphate receptors regulate local Ca2+ transients and modulate cAMP response element binding protein phosphorylation, J. Cell Sci., 118, 3131-3140, https://doi.org/10.1242/jcs.02446.
  9. Decuypere, J. P., Monaco, G., Missiaen, L., De Smedt, H., Parys, J. B., and Butlynck, G. (2011) IP3 Receptors, mitochondria, and Ca2+ signaling: implications for aging, J. Aging Res., 2011, 920178, https://doi.org/10.4061/2011/920178.
  10. Whyte-Fagundes, P., and Zoidl, G. (2018) Mechanisms of pannexin channel gating and regulation, Biochim. Biophys. Acta Biomembr., 1860, 65-71, https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2017.07.009.
  11. Valladares, D., Utreras-Mendoza, Y., Campos, C., Morales, C., Diaz-Vegas, A., Contreras-Ferrat, A., Westermeier, F., Jaimovich, E., Marchi, S., Pinton, P., and Lavandero, S. (2018) IP3 receptor blockade restores autophagy and mitochondrial function in skeletal muscle fibers of dystrophic mice, Biochim. Biophys. Acta, 1864, 3685-3695, https://doi.org/10.1016/j.bbadis.2018.08.042.
  12. Jaimovich, E., Reyes, R., Liberona, J. L., and Powell, J. A. (2000) IP3 receptors, IP3 transients, and nucleus-associated Ca2+ signals in cultured skeletal muscle, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 278, C998-C1010, https://doi.org/10.1152/ajpcell.2000.278.5.C998.
  13. Chin, E. R. (2010) Intracellular Ca2+ signaling in skeletal muscle: decoding a complex message, Exerc. Sport Sci. Rev., 38, 76-85, https://doi.org/10.1097/JES.0b013e318d4495d2.
  14. Casas, M., Buvinic, S., and Jaimovich, E. (2014) ATP signaling in skeletal muscle: from fiber plasticity to regulation of metabolism, Exerc. Sport Sci. Rev., 42, 110-116, https://doi.org/10.1249/JES.000000000000017.
  15. Belova, S. P., Lomonosova, Y. N., Shenkman, B. S., and Nemirovskaya, T. L. (2015) The blockade of dihydropyridine channels prevents an increase in μ-calpain level under m. soleus unloading, Dokl. Biochem. Biophys., 460, 1-3, https://doi.org/10.1134/S1607672915010019.
  16. Sharlo, K. A., Lvova, I. D., Tyganov, S. A., Zaripova, K. A., Belova, S. P., Kostrominova, T. Y., Shenkman, B. S., and Nemirovskaya, T. L. (2023) The effect of SERCA activation on functional characteristics and signaling of rat soleus muscle upon 7 days of unloading, Biomolecules, 13, 1354, https://doi.org/10.3390/biom13091354.
  17. Belova, S. P., Mochalova, E. P., Kostrominova, T. Y., Shenkman, B. S., and Nemirovskaya, T. L. (2020) P38α-MAPK signaling inhibition attenuates soleus atrophy during early stages of muscle unloading, Int. J. Mol. Sci., 21, https://doi.org/10.3390/ijms21082756.
  18. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., and Altman, D. G. (2010) Improving bioscience research reporting: the ARRIVE guidelines for reporting animal research, PLoS Biol., 8, e1000412, https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1000412.
  19. Morey-Holton, E., Globus, R. K., Kaplansky, A., and Durnova, G. (2005) The hindlimb unloading rat model: literature overview, technique update and comparison with space flight data, Adv. Space Biol. Med., 10, 7-40, https://doi.org/10.1016/s1569-2574(05)10002-1.
  20. Lin, L., Zhao, X., Yan, W., and Qi, W. (2012) Influence of Oral intervention on mouse airway epithelium reactions in vivo and in vitro, Ann. Allergy Asthma Immunol., 108, 103-112, https://doi.org/10.1016/j.anal.2011.09.013.
  21. Belova, S. P., Zaripova, K., Sharlo, K., Kostrominova, T. Y., Shenkman, B. S., and Nemirovskaya, T. L. (2022) Metformin attenuates an increase of calcium-dependent and ubiquitin-proteasome markers in unloaded muscle, J. Appl. Physiol., 133, 1149-1163, https://doi.org/10.1152/japplphysiol.00415.2022.
  22. Pfaffl, M. W. (2001) A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR, Nucleic Acids Res., 29, e45, https://doi.org/10.1093/nar/29.9.e45.
  23. Thomason, D. B., and Booth, F. W. (1990) Atrophy of the soleus muscle by hindlimb unwelghting, J. Appl. Physiol., 68, 1-12, https://doi.org/10.1152/jappl.1990.68.1.1.
  24. Martinez-Canton, M., Gallego-Selles, A., Galvan-Alvarez, V., Garcia-Gonzalez, E., Garcia-Perez, G., Santana, A., Martin-Rincon, M., and Calbet, J. A. L. (2024) CaMKII protein expression and phosphorylation in human skeletal muscle by immunoblotting: Isoform specificity, Free Radic. Biol. Med., 224, 182-189, https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2024.08.030.
  25. Ma, H., Groth, R. D., Cohen, S. M., Emery, J. F., Li, B., Hoedt, E., Zhang, G., Neubert, T. A., and Tsien, R. W. (2014) vCaMKII shuttles Ca2+/CaM to the nucleus to trigger CREB phosphorylation and gene expression, Cell, 159, 281-294, https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.09.019.
  26. Rostas, J. A. P., and Skelding, K. A. (2023) Calcium/calmodulin-stimulated protein kinase II (CaMKII): different functional outcomes from activation, depending on the cellular microenvironment, Cells, 12, 401, https://doi.org/10.3390/cells12030401.
  27. Hudson, M. B., and Price, S. R. (2013) Calcineurin: a poorly understood regulator of muscle mass, Int. J. Biochem. Cell Biol., 45, 2173-2178, https://doi.org/10.1016/j.biocel.2013.06.029.
  28. Fajardo, V. A., Rietze, B. A., Chambers, P. J., Bellissimo, C., Bombardier, E., Quadrillatero, J., and Tupling, A. R. (2017) Effects of sarcolipin deletion on skeletal muscle adaptive responses to functional overload and unload, Am. J. Physiol. Cell Physiol., 313, C154-C161, https://doi.org/10.1152/ajpcell.00291.2016.
  29. Moinard, C., and Fontaine, E. (2021) Direct or indirect regulation of muscle protein synthesis by energy status? Clin Nutr., 40, 1893-1896, https://doi.org/10.1016/j.clnu.2020.07.015.
  30. Figueiredo, V. C., and McCarthy, J. J. (2019) Regulation of ribosome biogenesis in skeletal muscle hypertrophy, Physiology (Bethesda), 34, 30-42, https://doi.org/10.1152/physiol.00034.2018.
  31. Rozhkov, S. V., Sharlo, K. A., Mirzoev, T. M., and Shenkman, B. S. (2021) Temporal changes in the markers of ribosome biogenesis in rat soleus muscle under simulated microgravity, Acta Astronautica, 186, 252-258, https://doi.org/10.1016/j.actaastro.2021.05.036.
  32. Wang, Y., and Zhang, Y. (2014) Regulation of TET protein stability by calpains, Cell Rep., 6, 278-284, https://doi.org/10.1016/j.celrep.2013.12.031.
  33. Jimenez-Vidal, M., Srivastava, J., Putney, L. K., and Barber, D. L. (2010) Nuclear-localized calcineurin homologous protein CHP1 interacts with upstream binding factor and inhibits ribosomal RNA synthesis, J. Biol. Chem., 285, 36260-36266, https://doi.org/10.1074/jbc.M110.165555.
  34. Bodine, S. C. (2022) The role of mTORC1 in the regulation of skeletal muscle mass, Fac. Rev., 11, 32, https://doi.org/10.12703/r/11-32.
  35. Mirzoev, T., Tyganov, S., Vilchinskaya, N., Lomonosova, Y., and Shenkman, B. (2016) Key markers of mTORC1-dependent and mTORC1-independent signaling pathways regulating protein synthesis in rat soleus muscle during early stages of hindlimb unloading, Cell Physiol. Biochem., 39, 1011-1020, https://doi.org/10.1159/000447808.
  36. Rose, A. J., Alsted, T. J., Jensen, T. E., Kobbero, J. B., Maarbjerg, S. J., Jensen, J., and Richter, E. A. (2009) A Ca2+-calmodulin-eEF2K-eEF2 signalling cascade, but not AMPK, contributes to the suppression of skeletal muscle protein synthesis during contractions, J. Physiol., 587, 1547-1563, https://doi.org/10.1113/jphysiol.2008.167528.
  37. Hizli, A. A., Chi, Y., Swanger, J., Carter, J. H., Liao, Y., Welcker, M., Ryazanov, A. G., and Clurman, B. E. (2013) Phosphorylation of eukaryotic elongation factor 2 (eEF2) by cyclin A-cyclin-dependent kinase 2 regulates its inhibition by eEF2 kinase, Mol. Cell Biol., 33, 596-604, https://doi.org/10.1128/MCB.01270-12.
  38. Bodine, S. C., Latres, E., Baumhueter, S., Lai, V. K., Nunez, L., Clarke, B. A., Poueymirou, W. T., Panaro, F. J., Na, E., Dharmarajan, K., Pan, Z. Q., Valenzuela, D. M., DeChiara, T. M., Stitt, T. N., Yancopoulos, G. D., and Glass, D. J. (2001) Identification of ubiquitin ligases required for skeletal muscle atrophy, Science, 294, 1704-1708, https://doi.org/10.1126/science.1065874.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Оригинальные изображения блотов и электрофорезов ; н азвания образцов соответствуют экспериментальным группам и номерам животных в группе, каждое название соответствует одному животному
Скачать (961KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».