Влияние внеклеточных везикул, продуцируемых MMSC, на скорость роста культивируемых эпителиальных клеток почки в норме и при кислородно-глюкозной депривации

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В настоящей работе охарактеризованы внеклеточные везикулы (EV, extracellular vesicles), продуцируемые мультипотентными мезинхимальными стромальными клетками (MMSC, multipotent mesenchymal stromal cells) в культуральную среду. Выделенные с помощью центрифугирования везикулы содержали белки, специфичные для экзосом, а также имели характерный для них размер. Был проведен анализ влияния везикул, продуцируемых MMSC (MMSC-EV), на клетки почки в нормальных и патологических условиях. MMSC-EV увеличивали скорость пролиферации клеток почечного эпителия после повреждения, вызванного кислородно-глюкозной депривацией. Профиль экспрессии микроРНК в MMSC-EV показал, что в них высоко экспрессированы как усугубляющие повреждение микроРНК, так и микроРНК, оказывающие защитное действие. Итоговый результат влияния MMSC-EV на клетки почки может определяться сложным взаимодействием белковых сигналов и регуляторными эффектами микроРНК.

Об авторах

А. К. Ломакина

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова, факультет биоинженерии и биоинформатики

Москва, 119992 Россия

А. М. Юрин

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России

Москва, 117997 Россия

В. С. Чернышев

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России

Москва, 117997 Россия

Д. Н. Силачев

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России; Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова

Москва, 117997 Россия; Москва, 119992 Россия

Е. Ю. Плотников

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России; Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова

Москва, 117997 Россия; Москва, 119992 Россия

И. Б. Певзнер

Национальный медицинский исследовательский центр акушерства, гинекологии и перинатологии им. академика В.И. Кулакова Минздрава России; Научно-исследовательский институт физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского Московского государственного университета им. М.В. Ломоносова

Email: irinapevzner@mail.ru
Москва, 117997 Россия; Москва, 119992 Россия

Список литературы

  1. Ranghino A., Dimuccio V., Papadimitriou E., Bussolati B. 2015. Extracellular vesicles in the urine: markers and mediators of tissue damage and regeneration. Clin. Kidney J. 8 (1), 23–30.
  2. Zhang W., Zhou X., Zhang H., Yao Q., Liu Y., Dong Z. 2016. Extracellular vesicles in diagnosis and therapy of kidney diseases. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 311 (5), F844–F851.
  3. Zhang Y., Liu Y., Liu H., Tang W. H. 2019. Exosomes: Biogenesis, biologic function and clinical potential. Cell Biosci. 9, 19.
  4. Jeppesen D.K., Fenix A.M., Franklin J.L., Higginbotham J.N., Zhang Q., Zimmerman L.J., Liebler D.C., Ping J., Liu Q., Evans R. et al. 2019. Reassessment of exosome composition. Cell. 177 (2), 428–445.e18.
  5. Zhou X., Zhang W., Yao Q., et al. 2017. Exosome production and its regulation of EGFR during wound healing in renal tubular cells. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 312 (6), F963–F970.
  6. O'Brien K., Breyne K., Ughetto S., Laurent L.C., Breakefield X.O. 2020. RNA delivery by extracellular vesicles in mammalian cells and its applications. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 21 (10), 585–606.
  7. Montecalvo A., Larregina A.T., Shufesky W.J., Stolz D.B., Sullivan M.L., Karlsson J.M., Baty C.J., Gibson G.A., Erdos G., Wang Z. et al. 2012. Mechanism of transfer of functional microRNAs between mouse dendritic cells via exosomes. Blood. 119 (3), 756–766.
  8. Lv L.L., Wu W.J., Feng Y., Li Z.L., Tang T.T., Liu B.C. 2018. Therapeutic application of extracellular vesicles in kidney disease: promises and challenges. J. Cell. Mol. Med. 22 (2), 728–737.
  9. Birtwistle L., Chen X. M., Pollock C. 2021. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles to the rescue of renal injury. Int. J. Mol. Sci. 22 (12), 6596.
  10. Langmead B., Trapnell C., Pop M., Salzberg S.L. 2009. Ultrafast and memory-efficient alignment of short DNA sequences to the human genome. Genome Biol. 10 (3), R25.
  11. Turovsky E.A., Golovicheva V.V., Varlamova E.G., Danilina T.I., Goryunov K.V., Shevtsova Y.A., Pevzner I.B., Zorova L.D., Babenko V.A., Evtushenko E.A. et al. 2022. Mesenchymal stromal cell-derived extracellular vesicles afford neuroprotection by modulating PI3K/AKT pathway and calcium oscillations. Int. J. Biol. Sci. 18 (14), 5345–5368.
  12. Kowal J., Arras G., Colombo M., Jouve M., Morath J.P., Primdal-Bengtson B., Dingli F., Loew D., Tkach M., Théry C. 2016. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 113 (8), E968–E977.
  13. Hánělová K., Raudenská M., Masařík M., Balvan J. 2024. Protein cargo in extracellular vesicles as the key mediator in the progression of cancer. Cell Commun. Signal. 22 (1), 25.
  14. Kalra H., Drummen G.P., Mathivanan S. 2016. Focus on extracellular vesicles: Introducing the next small big thing. Int. J. Mol. Sci. 17 (2), 170.
  15. Quaglia M., Dellepiane S., Guglielmetti G., Merlotti G., Castellano G., Cantaluppi V. 2020. Extracellular vesicles as mediators of cellular crosstalk between immune system and kidney graft. Front. Immunol. 11, 74.
  16. Weiskirchen R., Schröder S. K., Weiskirchen S., Buhl E. M., Melnik B. 2023. Isolation of bovine and human milk extracellular vesicles. Biomedicines. 11 (10), 2715.
  17. Hosseini-Beheshti E., Pham S., Adomat H., Li N., Tomlinson Guns E.S. 2012. Exosomes as biomarker enriched microvesicles: Characterization of exosomal proteins derived from a panel of prostate cell lines with distinct AR phenotypes. Mol. Cell. Proteomics. 11 (10), 863–885.
  18. Tucher C., Bode K., Schiller P., Claßen L., Birr C., Souto-Carneiro M.M., Blank N., Lorenz H.M., Schiller M. 2018. Extracellular vesicle subtypes released from activated or apoptotic T-lymphocytes carry a specific and stimulus-dependent protein cargo. Front. Immunol. 9, 534.
  19. Shu S., Yang Y., Allen C.L., Hurley E., Tung K.H., Minderman H., Wu Y., Ernstoff M.S. 2019. Purity and yield of melanoma exosomes are dependent on isolation method. J. Extracell. Vesicles. 9 (1), 1692401.
  20. Yu L., Liu S., Wang C., Zhang C., Wen Y., Zhang K., Chen S., Huang H., Liu Y., Wu L., et al. 2021. Embryonic stem cell-derived extracellular vesicles promote the recovery of kidney injury. Stem Cell Res. Ther. 12 (1), 379.
  21. Ranghino A., Bruno S., Bussolati B., Moggio A., Dimuccio V., Tapparo M., Biancone L., Gontero P., Frea B., Camussi G. 2017. The effects of glomerular and tubular renal progenitors and derived extracellular vesicles on recovery from acute kidney injury. Stem Cell Res. Ther. 8 (1), 24.
  22. Bruno S., Grange C., Deregibus M.C., Calogero R.A., Saviozzi S., Collino F., Morando L., Busca A., Falda M., Bussolati B., et al. 2009. Mesenchymal stem cell-derived microvesicles protect against acute tubular injury. J. Am. Soc. Nephrol. 20 (5), 1053–1067.
  23. Zhou Y., Xu H., Xu W., Wang B., Wu H., Tao Y., Zhang B., Wang M., Mao F., Yan Y., et al. 2013. Exosomes released by human umbilical cord mesenchymal stem cells protect against cisplatin-induced renal oxidative stress and apoptosis in vivo and in vitro. Stem Cell Res. Ther. 4 (2), 34.
  24. Kim K.M., Abdelmohsen K., Mustapic M., Kapogiannis D., Gorospe M. 2017. RNA in extracellular vesicles. Wiley Interdiscip. Rev. RNA. 8 (4), 10.1002/wrna.1413.
  25. Meldolesi J. 2018. Exosomes and ectosomes in intercellular communication. Curr. Biol. 28 (8), R435–R444.
  26. Wang T., Zhu H., Yang S., Fei X. 2019. Let-7a-5p may participate in the pathogenesis of diabetic nephropathy through targeting HMGA2. Mol. Med. Rep. 19 (5), 4229–4237.
  27. Liu Y., Yin B., Zhang C., Zhou L., Fan J. 2012. Hsa-let-7a functions as a tumor suppressor in renal cell carcinoma cell lines by targeting c-myc. Biochem. Biophys. Res. Commun. 417 (1), 371–375.
  28. Wang B., Jha J.C., Hagiwara S., McClelland A.D., Jandeleit-Dahm K., Thomas M.C., Cooper M.E., Kantharidis P. 2014. Transforming growth factor-β1-mediated renal fibrosis is dependent on the regulation of transforming growth factor receptor 1 expression by let-7b. Kidney Int. 85 (2), 352–361.
  29. Liu Y.J., Chen Z., Miao H.B., Lin S. 2025. Exosomes derived let-7f-5p is a potential biomarker of SLE with anti-inflammatory function. Non-coding RNA research. 12, 116–131.
  30. Mekawy D., Abdel-Aziz M., Ibrahim R., Rady S., Hegazy M., Dwedar R., Raafat Hamed R. 2024. Expression of HSA-let-7f-5p and serum levels of interleukin-10, cystatin-C and transforming growth factor-beta in systemic lupus erythematosus patients with lupus nephritis. Egypt. Rheumatol. 46 (3), 130–134.
  31. Berillo O., Huo K.G., Fraulob-Aquino J.C., Richer C., Briet M., Boutouyrie P., Lipman M.L., Sinnett D., Paradis P., Schiffrin E.L. 2020. Circulating let-7g-5p and miR-191-5p are independent predictors of chronic kidney disease in hypertensive patients. Am. J. Hypertens. 33 (6), 505–513.
  32. Liu Y., Hu X., Hu L., Xu C., Liang X. 2021. Let-7i-5p enhances cell proliferation, migration and invasion of ccRCC by targeting HABP4. BMC Urol. 21 (1), 49.
  33. Liu Y., Qi L., Zhang K., Wang F. 2021. MicroRNA-10a suppresses cell metastasis by targeting BDNF and predicted patients survival in renal cell carcinoma. J. BUON. 26 (1), 250-258.
  34. Qin J., Zhou J., Teng L., Han Y. 2018. MicroRNA-10b Promotes Apoptosis via JNK Pathway in Clear Cell Renal Cell Carcinoma. Nephron. 139 (2), 172–180.
  35. Jordan N.P., Nicholson M.L., Hosgood S.A. 2020. MicroRNA-126-3p is downregulated in human kidneys in a model of reperfusion injury. Kidney Int. Rep. 5 (12), 2357–2360.
  36. Shyamasundar S., Ong C., Yung L.L., Dheen S.T., Bay B.H. miR-128 regulates genes associated with inflammation and fibrosis of rat kidney cells in vitro. 2018. Anat. Rec. (Hoboken). 301 (5), 913–921.
  37. Sun J., Yin A., Zhang W., et al. 2020. CircUBAP2 Inhibits Proliferation and Metastasis of Clear Cell Renal Cell Carcinoma via Targeting miR-148a-3p/FOXK2 Pathway. Cell Transplant. 29, 963689720925751.
  38. Zhao S., Li W., Yu W., Rao T., Li H., Ruan Y., Yuan R., Li C., Ning J., Li S., et al. 2021. Exosomal miR-21 from tubular cells contributes to renal fibrosis by activating fibroblasts via targeting PTEN in obstructed kidneys. Theranostics. 11 (18), 8660–8673.
  39. Zheng S.B., Zheng Y., Jin L.W., Zhou Z.H., Li Z.Y. 2018. Microvesicles containing microRNA-21 secreted by proximal tubular epithelial cells are involved in renal interstitial fibrosis by activating AKT pathway. Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 22 (3), 707–714.
  40. Chau B.N., Xin C., Hartner J., Ren S., Castano A.P., Linn G., Li J., Tran P.T., Kaimal V., Huang X., et al. 2012. MicroRNA-21 promotes fibrosis of the kidney by silencing metabolic pathways. Sci. Transl. Med. 4 (121), 121ra18.
  41. Loboda A., Sobczak M., Jozkowicz A., Dulak J. 2016. TGF-β1/Smads and miR-21 in Renal Fibrosis and Inflammation. Mediators Inflamm. 2016, 8319283.
  42. Lv W., Fan F., Wang Y., et al. 2018. Therapeutic potential of microRNAs for the treatment of renal fibrosis and CKD. Physiol. Genomics. 50 (1), 20–34.
  43. Chen Y., Zhou X., Wu Y. 2022. The miR-26a-5p/IL-6 axis alleviates sepsis-induced acute kidney injury by inhibiting renal inflammation. Ren. Fail. 44 (1), 551–561.
  44. Chung Y. H., Huang G. K., Kang C. H., Cheng Y. T., Kao Y. H., Chien Y. S. 2023. MicroRNA-26a-5p restoration ameliorates unilateral ureteral obstruction-induced renal fibrosis in mice through modulating TGF-β signaling. Lab. Invest. 103 (7), 100131.
  45. Deng W., Huang D., Xie H., Wang L., Shen Q., Zeng R., Huang Y., Li J., Yang B. 2022. Danhong injection represses diabetic retinopathy and nephropathy advancement in diabetic mice by upregulating microRNA-30d-5p and targeting JAK1. Bioengineered. 13 (4), 8187–8200.
  46. Yu H., Lin X., Wang F., Zhang B., Wang W., Shi H., Zou B., Zhao J. 2014. Proliferation inhibition and the underlying molecular mechanisms of microRNA-30d in renal carcinoma cells. Oncol. Lett. 7 (3), 799–804.
  47. He M., Wang J., Yin Z., Zhao Y., Hou H., Fan J., Li H., Wen Z., Tang J., Wang Y., et al. 2019. MiR-320a induces diabetic nephropathy via inhibiting MafB. Aging (Albany NY). 11 (10), 3055–3079.
  48. Su Z., Ni L., Yu W., Yu Z., Chen D., Zhang E., Li Y., Wang Y., Li X., Yang S., et al. 2015. MicroRNA-451a is associated with cell proliferation, migration and apoptosis in renal cell carcinoma. Mol. Med. Rep. 11 (3), 2248–2254.
  49. Zeng R., Huang J., Sun Y., Luo J. 2020. Cell proliferation is induced in renal cell carcinoma through miR-92a-3p upregulation by targeting FBXW7. Oncol. Lett. 19 (4), 3258–3268.
  50. Collino F., Bruno S., Incarnato D., Dettori D., Neri F., Provero P., Pomatto M., Oliviero S., Tetta C., Quesenberry P.J., Camussi G. 2015. AKI Recovery Induced by Mesenchymal Stromal Cell-Derived Extracellular Vesicles Carrying MicroRNAs. J. Am. Soc. Nephrol. 26 (10), 2349–2360.
  51. Eirin A., Zhu X.Y., Puranik A.S., Woollard J.R., Tang H., Dasari S., Lerman A., van Wijnen A.J., Lerman L.O. 2016. Comparative proteomic analysis of extracellular vesicles isolated from porcine adipose tissue-derived mesenchymal stem/stromal cells. Sci. Rep. 6, 36120.
  52. Tomita T., Kato M., Mishima T., Matsunaga Y., Sanjo H., Ito K.I., Minagawa K., Matsui T., Oikawa H., Takahashi S., et al. 2021. Extracellular mRNA transported to the nucleus exerts translation-independent function. Nat. Commun. 12 (1), 3655.
  53. Gatti S., Bruno S., Deregibus M.C., Sordi A., Cantaluppi V., Tetta C., Camussi G. 2011. Microvesicles derived from human adult mesenchymal stem cells protect against ischaemia-reperfusion-induced acute and chronic kidney injury. Nephrol. Dial. Transplant. 26 (5), 1474–1483.
  54. Ratajczak J., Miekus K., Kucia M., Zhang J., Reca R., Dvorak P., Ratajczak M.Z. 2006. Embryonic stem cell-derived microvesicles reprogram hematopoietic progenitors: Evidence for horizontal transfer of mRNA and protein delivery. Leukemia. 20 (5), 847–856.
  55. Zhuang W.Z., Lin Y.H., Su L.J., Wu M.S., Jeng H.Y., Chang H.C., Huang Y.H., Ling T.Y. 2021. Mesenchymal stem/stromal cell-based therapy: mechanism, systemic safety and biodistribution for precision clinical applications. J. Biomed. Sci. 28 (1), 28.
  56. Liu J., Lu X., Lou Y., et al. 2019. Xenogeneic Transplantation of Human Placenta-Derived Mesenchymal Stem Cells Alleviates Renal Injury and Reduces Inflammation in a Mouse Model of Lupus Nephritis. Biomed. Res. Int. 2019, 9370919.
  57. Liu J., Lu X., Lou Y., Cai Y., Cui W., Wang J., Nie P., Chen L., Li B., Luo P. 2022. Extracellular vesicles from three dimensional culture of human placental mesenchymal stem cells ameliorated renal ischemia/reperfusion injury. Int. J. Artif. Organs. 45 (2), 181–192.
  58. Jahedi Z.M., Heidari K.S., Kaviani S., Zahraei M., Izadyari A.A., Savadkoohi A., Jamaati H., Samet M., Soufizomorrod M., Soufi M.Z., et al. 2022. Safety and efficacy of placental mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicle in severe COVID-19 patients: Phase I & II Clinical Trials. ASJ. 19 (2), 79–88.
  59. Giebel B. 2025. A milestone for the therapeutic EV field: FDA approves Ryoncil, an allogeneic bone marrow-derived mesenchymal stromal cell therapy. Extracell. Vesicles Circ. Nucl. Acids. 6 (1), 183–190.
  60. Fernández-Garza L.E., Barrera-Barrera S.A., Barrera-Saldaña H.A. 2023. Mesenchymal stem cell therapies approved by regulatory agencies around the world. Pharmaceuticals (Basel). 16 (9), 1334.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».