Роль кальциевых каналов в регуляции поглощения глюкозы в клеточной in vitro модели поляризованного кишечного эпителия

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Глюкоза является основным энергетическим субстратом, обеспечивающим метаболические процессы в организме человека и животных. Нарушение метаболизма углеводов часто ассоциировано с ожирением и сопутствующими заболеваниями, такими как сердечно-сосудистые заболевания, артериальная гипертензия, инсулинорезистентность и др. Современные данные указывают на сопряжение всасывания глюкозы в кишечнике со входом Ca2+, однако для подтверждения такого взаимодействия необходимы дополнительные исследования. Мы использовали клеточную in vitro модель кишечного эпителия человека для выяснения роли Ca2+-каналов в регуляции всасывания глюкозы. Результаты иммунофлуоресцентной и иммуноэлектронной микроскопии показали, что высокая нагрузка клеток глюкозой (50 мМ) приводит к увеличению плотности кальциевых каналов TRPV6 на апикальной мембране кишечного эпителия. Уровень кальциевого сенсора STIM1, ответственного за депо-зависимый вход кальция (SOCE), напротив, демонстрировал снижение при избыточной нагрузке клеток эпителия глюкозой, которое сопровождалось уменьшением SOCE. Кроме того, инкубация клеток кишечного эпителия в растворе с высокой концентрацией глюкозы приводила к подавлению образования субъединицы p65 транскрипционного фактора NF-kB, ответственной за экспрессию STIM1. Полученные данные показали, что Cа2+-каналы не только участвуют в регуляции поглощения глюкозы, но и сами могут находиться под контролем глюкозы.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Д. Е. Бобков

Институт цитологии РАН

Email: svsem@incras.ru
Россия, Санкт-Петербург, 194064

А. В. Лукачева

Институт цитологии РАН

Email: svsem@incras.ru
Россия, Санкт-Петербург, 194064

Л. В. Кевер

Институт цитологии РАН

Email: svsem@incras.ru
Россия, Санкт-Петербург, 194064

В. В. Фурман

Институт цитологии РАН

Email: svsem@incras.ru
Россия, Санкт-Петербург, 194064

С. Б. Семенова

Институт цитологии РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: svsem@incras.ru
Россия, Санкт-Петербург, 194064

Список литературы

  1. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков А.А., Комиссарчик Я.Ю. 2010. Сравнительный анализ распределения переносчиков SGLT1 и GLUT2 в энтероцитах тонкой кишки крысы и клетках Сасо2 при всасывании гексоз. Цитология. Т. 52. C. 580. (Grefner N.M., Gromova L.V., Gruzdkov A.A., Komissarchik Ya.Yu. 2010. Comparative analysis of SGLT1 and GLUT2 transporter distribution in rat small intestine enterocytes and Caco2 cells during hexose absorption. Tsitologiya. V. 52. P. 580.)
  2. Грефнер Н.М., Громова Л.В., Груздков А.А., Комиссарчик Я.Ю. 2014. Взаимодействие транспортеров глюкозы SGLT1 и GLUT2 и цитоскелета в энтероцитах и клетках Сасо2 при транспорте сахаров. Цитология. Т. 56. C. 749–757. (Grefner L.V. Gromova A.A. Gruzdkov, Komissarchik Ya.Yu. 2014. The interaction between SGLT1 or GLUT2 glucose transporter and the cytoskeleton in the enterocyte as well as Caco2 cell during hexose absorbtion. Tsitologiya. V. 56. P. 749.)
  3. Affleck J.A., Helliwell P.A., Kellett G.L. 2003. Immunocytochemical detection of GLUT2 at the rat intestinal brush-border membrane. J. Histochem. Cytochem. V. 51. P. 1567. https://doi.org/10.1177/002215540305101116
  4. Alexander A.N., Carey H.V. 2001. Involvement of PI 3-kinase in IGF-I stimulation of jejunal Na+-K+-ATPase activity and nutrient absorption. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 280. P. G222. https://doi.org/10.1152/ajpgi.2001.280.2.G222.
  5. Blais A., Bissonnette P., Berteloot A. Common characteristics for Na+-dependent sugar transport in Caco-2 cells and human fetal colon. 1987. J. Membr. Biol. V. 99. P. 113.
  6. Bourzac J.F., L’eriger K., Larrivée J.F., Arguin G., Bilodeau M.S., Stankova J., Gendron F.P. 2013. Glucose transporter 2 expression is down regulated following P2X7 activation in enterocytes. J. Cell. Physiol. V. 228. P. 120. https://doi.org/10.1002/jcp.24111
  7. Brown E.M. 2013. Role of the calcium-sensing receptor in extracellular calcium homeostasis. Best Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab. V. 27. P. 333. https://doi.org/10.1016/j.beem.2013.02.006
  8. Chung H.K., Rathor N., Wang S.R., Wang J.Y., Rao J.N. 2015. RhoA enhances store-operated Ca2+ entry and intestinal epithelial restitution by interacting with TRPC1 after wounding. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 309. P. G759. https://doi.org/10.1152/ajpgi.00185.2015
  9. DebRoy A., Vogel S.M., Soni D., Sundivakkam P.C., Malik A.B., Tiruppathi C. 2014. Cooperative signaling via transcription factors NF-κB and AP1/c-Fos mediates endothelial cell STIM1 expression and hyperpermeability in response to endotoxin. J. Biol. Chem. V. 289. P. 24188. https://doi.org/10.1074/jbc.M114.570051
  10. Diaz R., Hurwitz S., Chattopadhyay N., Pines M., Yan, Y., Kifor O., Brown E.M. 1997. Cloning, expression, and tissue localization of the calcium-sensing receptor in chicken (Gallus domesticus). Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. V. 273. P. R1008. https://doi.org/10.1152/ajpregu.1997.273.3.R1008
  11. Eylenstein A., Schmidt S., Gu S., Yang W., Schmid E., Schmidt E.M., Alesutan I., Szteyn K., Regel I., Shumilina E., Lang F. 2012. Transcription factor NF-κB regulates expression of pore-forming Ca2+ channel unit, Orai1, and its activator, STIM1, to control Ca2+ entry and affect cellular functions. J. Biol. Chem. V. 287. P. 2719. https://doi.org/10.1074/jbc.M111.275925
  12. Gorboulev V., Schürmann A., Vallon V., Kipp H., Jaschke A., Klessen D., Friedrich A., Scherneck S., Rieg T., Cunard R., Veyhl-Wichmann M., Srinivasan A., Balen D., Breljak D., Rexhepaj R., et al. 2012. Na+-D-glucose cotransporter SGLT1 is pivotal for intestinal glucose absorption and glucose-dependent incretin secretion. Diabetes. V. 61. P. 187. https://doi.org/10.2337/db11-1029
  13. Hall E., Nitert M.D., Volkov P., Malmgren S., Mulder H., Bacos K., Ling C. 2018. The effects of high glucose exposure on global gene expression and DNA methylation in human pancreatic islets. Mol. Cell. Endocrinol. V. 472. P. 67. https://doi.org/10.1016/j.mce.2017.11.019
  14. Helliwell P.A., Rumsby M.G., Kellett G.L. 2003. Intestinal sugar absorption is regulated by phosphorylation and turnover of protein kinase C βII mediated by phosphatidylinositol 3-kinase-and mammalian target of rapamycin-dependent pathways. J. Biol. Chem. V. 278. P. 28644. https://doi.org/10.1074/jbc.M301479200
  15. Hoenderop J.G., Nilius B., Bindels R.J. 2002. ECaC: the gatekeeper of transepithelial Ca2+ transport. Biochim. Biophys. Acta–Proteins Proteom. V. 1600. P. 6. https://doi.org/10.1016/s1570-9639(02)00438-7
  16. Kellett G.L. 2001. The facilitated component of intestinal glucose absorption. Physiol. J. V. 531. P. 585. https://doi.org/10.1111/j.1469-7793.2001.0585h.x
  17. Kellett G.L., Helliwell P.A. 2000. The diffusive component of intestinal glucose absorption is mediated by the glucose-induced recruitment of GLUT2 to the brush-border membrane. Biochem. J. V. 350. P. 155.
  18. Koster H.P.G., Hartog A., Bindels R.J.M. 1995. Calbindin-D28K facilitates cytosolic calcium diffusion without interfering with calcium signaling. Cell Calcium. V. 18. P. 187. https://doi.org/10.1016/0143-4160(95)90063-2
  19. Kuhre R.E., Christiansen C.B., Saltiel M.Y., Wewer Albrechtsen N.J., Holst J.J. 2017. On the relationship between glucose absorption and glucose‐stimulated secretion of GLP‐1, neurotensin, and PYY from different intestinal segments in the rat. Physiol. Rep. V. 5. P. e13507. https://doi.org/10.14814/phy2.13507
  20. Mace O.J., Morgan E.L., Affleck J.A., Lister N., Kellett G.L. 2007. Calcium absorption by Cav1. 3 induces terminal web myosin II phosphorylation and apical GLUT2 insertion in rat intestine. Physiol. J. V. 580. P. 605. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124784
  21. Mace O.J., Morgan E.L., Affleck J.A., Lister N., Kellett G.L. 2007. Calcium absorption by Cav1. 3 induces terminal web myosin II phosphorylation and apical GLUT2 insertion in rat intestine. Physiol. J. V. 580. P. 605. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124784
  22. Morgan E.L., Mace O.J., Affleck J., Kellett G.L. 2007. Apical GLUT2 and Cav1. 3: regulation of rat intestinal glucose and calcium absorption. Physiol. J. V. 580. P. 593. https://doi.org/10.1113/jphysiol.2006.124768
  23. Nijenhuis T., Hoenderop J.G., Nilius B., Bindels R.J. 2003. (Patho) physiological implications of the novel epithelial Ca2+ channels TRPV5 and TRPV6. Pflügers Arch. V. 446. P. 401. https://doi.org/10.1007/s00424-003-1038-7
  24. Peng J.B., Chen X.Z., Berger U.V., Vassilev P.M., Tsukaguchi H., Brown E.M., Hediger M.A. 1999. Molecular cloning and characterization of a channel-like transporter mediating intestinal calcium absorption. J. Biol. Chem. V. 274. P. 22739. https://doi.org/10.1074/jbc.274.32.22739
  25. Röder P.V., Geillinger K.E., Zietek T.S., Thorens B., Koepsell H., Daniel H. 2014. The role of SGLT1 and GLUT2 in intestinal glucose transport and sensing. PloS one. V. 9. P. e89977. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0089977
  26. Tharabenjasin P., Douard V., Patel C., Krishnamra N., Johnson R.J., Zuo J., Ferraris R.P. 2014. Acute interactions between intestinal sugar and calcium transport in vitro. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. V. 306. P. G1–G12.
  27. Westerhout J., van de Steeg E., Grossouw D., Zeijdner E.E., Krul C.A.M., Verwei M., Wortelboer H.M. 2014. A new approach to predict human intestinal absorption using porcine intestinal tissue and biorelevant matrices. Eur. J. Pharm. Sci. V. 63. P. 167. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2014.07.003
  28. Yee S. 1997. In vitro permeability across Caco-2 cells (colonic) can predict in vivo (small intestinal) absorption in man-fact or myth. Pharm. Res. V. 14. P. 763. https://doi.org/10.1023/a:1012102522787
  29. Zheng Y., Scow J.S., Duenes J.A., Sarr M.G. 2012. Mechanisms of glucose uptake in intestinal cell lines: role of GLUT2. Surgery. V. 151. P. 13. https://doi.org/10.1016/j.surg.2011.07.010

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Схема, демонстрирующая культуральную вставку с клетками на полупроницаемой мембране. Вставка расположена в лунке пластикового планшета для культивирования клеток.

Скачать (118KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Ультратонкий срез двух соседних клеток эпителия в области межклеточных контактов. Видны корневые нити микроворсинок, межклеточные контакты, митохондрии и мембраны эндоплазматического ретикулума. Контрольный препарат. Стрелками указаны микроворсинки (м), десмосомы (д) в местах межклеточных контактов и рибосомы (ри) на поверхности эндоплазматического ректикулума. Масштабная линейка: 400 нм.

Скачать (423KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Модель поляризованного эпителия кишечника, сформированная клетками Сасо-2 на полупроницаемых мембранах в культуральной среде. Срезы в направлении X–Y (a, б) и Y–Z (в). Окраска родамин-фаллоидином (красный) демонстрирует богатые актином микроворсинки на апикальной поверхности клеток, окраска ядер DAPI (синий) свидетельствует о разделении клеток на апикальную и базальную области. Контрольный препарат. Масштабная линейка: 10 мкм.

Скачать (250KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Поляризованный эпителий кишечника, сформированный клетками Сасо-2 в условиях 3D-культивировании. Срез на уровне середины клетки в направлении X–Y (a, б). Окраска антителами против транспортера глюкозы GLUT2 (зеленый цвет) демонстрирует более высокую его концентрацию при нагрузке клеток 50 мМ глюкозы; масштабная линейка: 10 мкм; в – интенсивность флуоресценции (ИФ) GLUT2 в клетках, инкубированных в присутствии 5 мМ или 50 мМ глюкозы. Вертикальные отрезки – ошибки среднего значения, различия достоверны (*) при P < 0.05.

Скачать (227KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Поляризованый эпителий кишечника, сформированный клетками Сасо-2. Срез на уровне апикальной (a) и базальной (б) мембраны клеток в направлении X–Y. Окраска антителами против TRPV6 (красный цвет) демонстрирует более высокую концентрацию TRPV6 на апикальной поверхности при нагрузке клеток 50 мМ глюкозы; в, г – интенсивность флуоресценции (ИФ) TRPV6; масштабная линейка: 10 мкм. Вертикальные отрезки – стандартные ошибки среднего значения, различия достоверны (*) при P < 0.05.

Скачать (481KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Локализации каналов TRPV6 в клетках кишечного эпителия в зависимости от нагрузки глюкозой. Иммуноэлектронная микроскопия. Микрофотографии распределения частиц коллоидного золота (10 нм, стрелки), соответствующих каналам TRPV6 в клетках, нагруженных 5 нм и 50 мМ глюкозы; масштабная линейка: 100 нм; гистограмма показывает численное распределение частиц золота в клетках, инкубированных в присутствии 5 и 50 мМ глюкозы. Показаны средние значения и их ошибки, различия достоверны (*) при P < 0.05.

Скачать (283KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Влияние глюкозы на депо-зависимый вход кальция в клетки Сасо-2: а – Вестерн-блотинг: влияние различных концентраций глюкозы на содержание белков STIM1, ORAI1 и субъединицы p65 фактора NF-kB в клетках Сасо-2; б – более низкий депо-зависимый вход кальция (в ответ на действие тапсигаргина Tg) в клетки Сасо-2 после нагрузки их 25 мМ глюкозы (по сравнению с таковым после нагрузки клеток 2.5 мМ глюкозы). Показана зависимость интенсивности флуоресценции (ИФ) кальций-чувствительного зонда Fluo-4 (ось OY) от времени (ось OX) по данным прижизненной конфокальной микроскопии. Цветные линии на графиках показывают сигнал от разных клеток, находящихся в одном поле зрения.

Скачать (328KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах