Метилглиоксаль тест на нарушение биологических функций гомеостаза и эндоэкологии, низкий уровень глюкозы в цитозоле и глюконеогенез из жирных кислот


Цитировать

Полный текст

Аннотация

При невозможности запасать in vivo много углеводов в форме гликогена в филогенезе начаты синтез пальмитиновой жирной кислоты (ЖК) из глюкозы и депонирование в адипоцитах в форме триглицеридов. При нарушении биологической функции экзотрофии (голодание, ранние сроки постнатального периода, гибернация) клетки осуществляют обратный процесс - синтез глюкозы из ЖК. В физиологических условиях субстратом глюконеогенеза является ацетил-КоА, который в глиоксалатном цикле превращается по пути малат → пируват → глюкоза. В патологических условиях гипоксии и дефицита макроэргов глюконеогенез происходит без расхода АТФ по метилглиоксалевому пути (МГП) при использовании в качестве субстрата кетоновых тел: масляная кислота (бутират) → β-гидроксибутират → ацетоацетат → ацетон → ацетол → метилглиоксаль (МГ) → S-D-лактолглютатион → D-лактат → пируват → D-лактат. В физиологических условиях этот путь глюконеогенеза не функционирует. Полагаем, что при низком уровне глюкозы в цитозоле клеток (гликопения), при гипоксии и невозможности в митохондриях окислять ЖК происходит экспрессия генов и активация глюконеогенеза по МГП. В цитозоле, межклеточной среде и плазме крови увеличивается содержание МГ и D-лактата, в который он превращается при действии глиоксалаз I и II. Гликопения развивается при голодании, сахарном диабете, метаболическом синдроме, почечной недостаточности, лечении фенофибратами, нарушении функции экзотрофии - избытке в пище насыщенных и транс-форм жирных кислот. Химическое взаимодействие МГ с аминокислотными остатками лизина и аргинина приводит к денатурации белков при карбонилирования - гликозилировании и нарушении биологической функции эндоэкологии. Определение МГ и D-лактата в плазме крови может быть тестом на гликопению, компенсаторную активацию глюконеогенеза из ЖК или оценки эндогенной интоксикации.

Об авторах

Владимир Николаевич Титов

ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

Email: vn_titov@mail.ru
лаб. клинической биохимии обмен липопротеинов, руководитель, д-р мед. наук, проф; ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

Леонид Федорович Дмитриев

ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

Email: leon.d@mail.ru
лаб. клинической биохимии обмен липопротеинов, вед. науч. сотр; ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

Вячеслав Васильевич Крылин

ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

Email: krilin@mail.ru
ст. науч. сотр., канд. биол. науклаб. клинической биохимии обмен липопротеинов; ФГУ "Российский кардиологический научно-производственный комплекс Росмдтехнологий" Минздравсоцразвития РФ

V N Titov

L F Dmitriyev

V A Krylin

Список литературы

  1. Титов В. Н. C-реактивный белок - вектор переноса жирных кислот к клеткам, которые непосредственно реализуют синдром системного воспалительного ответа. Клин. лаб. диагн. 2008; 6: 3-13.
  2. Лебкова Н. П. Современные представления о внутриклеточных механизмах обеспечения энергетического гомеостаза в норме и при патологии. Вестн. РАМН 2000; 9: 16- 22.
  3. Kosugi K., Scofield R. F., Chandramouli V. et al. Pathways of acetone's metabolism in the rat. J. Biol. Chem. 1986; 261: 3952-3957.
  4. Лейтес С. М., Лаптева Н. Н. Очерки по патофизиологии обмена веществ и эндокринной системы. М.: Изд-во "Медицина"; 1967.
  5. Титов В. Н., Пицин Д. Г. Влияние однократного введения этанола на синтез липидов и липопротеинов в печени крыс. Биохимия 1978; 43 (1): 83-88.
  6. Келдыш И. Н. Регуляция углеводного обмена. М.: Медицина; 1985. С. 271.
  7. Girard J. Metabolic adaptations to change of nutrition at birth. Biol. Neonat. 1990; 1 (1): 3-15.
  8. Wang W., Ballatori N. Endogenous glutathione conjugates occurrence and biological functions. Pharmacol. Rev. 1998; 50: 335-354.
  9. Akadi S., Ohmori S. Threonine is the best substrate for D-lactate formation in octopus rentacle. Amino Acids 2004; 26: 169-174.
  10. Ultsch G. R., Reese S. A., Stewart E. R. Physiology of hibernation in Rana pipiens: metabolic rate, critical oxygen tension, and the effect of hypoxia on several on plasma variables. J. Exp. Zool. A. Comp. Exp. Biol. 2004; 301: 169-176.
  11. Okamoto I., Kayano T., Hanaya T. et al. Up-regulation of an extracellular superoxidedismutase-like activity in hibernating hamsters subjected to oxidative stress in midto late arousal from torpor. Biochem. Physiol C. Toxicol. Pharmacol. 2006; 144: 47-56.
  12. John D. Annual lipid cycles in hibernation: integration of physiology and behavior. Annu. Rev. Nutr. 2005; 25: 468-497.
  13. Andrews M. T., Russeth K. P., Drewes L. R., Henry P. G. Adaptive mechanism regulate preferred utilization of ketones in the heart and brain of a hibernating mammal during arousal from torpor. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2009; 296: 383-393.
  14. Frerichs K. U., Dienel G. A., Cruz N. F. et al. Rates of glucose utilization in brain of active and hibernating ground squirrels. Am. J. Physiol. 1995; 268: 445-453.
  15. Kondrashov P. A., Koonin E. V., Morgunov I. G. et al. Evolution of glyoxylate cycle enzymes in Metazoa: evidence of multiple horizontal transfer events and pseudogene formation. Biol. Direct. 2006; 1: 31-42.
  16. Creilghton D. J., Hamilton D. S. Brief history of glyoxalase I and what we have learned about metal ion-dependent, enzyme-catalyzed isomerizations. Arch. Biochem. Biophys. 2001; 387: 10-18.
  17. Mannervik B. Molecular enzymology of the glyoxalase system. Drug. Metab. Drug. Interact. 2008; 23: 13-27.
  18. Голубев А. Г. Изнанка метаболизма. Биохимия 1996; 6 (1): 2018-2028.
  19. Thornalley P. J. The potential role of thiamine (vitamin B1) in diabetic complications. Curr. Diabet. Rev. 2005; 1: 287-298.
  20. Aronsson A. C., Marmstal E., Mannervik B. Glyoxalase I., a zinc metalloenzyme of mammals and yeast. Biochem. Biophys. Res. Commun. 1978; 81: 1235-1240.
  21. Casazza J. P., Felver M. E., Veech R. L. The metabolism of acetone in rat. J. Biol. Chem. 1984; 259: 231-236.
  22. Kalapos M. P. The tandem of free radicals and methylglyoxal. Chem. Biol. Interact. 2008; 171: 251-271.
  23. Chang W. C., Hsieh Y. Y., Cheng T. C. et al. Effect of methylglyoxal on mouse embryogenesis. Chang. Gung. Med. J. 2001; 24: 251-257.
  24. Fasanmade O. A., Odeniyi I. A., Ogbera A. O. Diabetic ketoacidosis: diagnosis and management. Afr. J. Med. Sci. 2008; 37: 99-105.
  25. Eledrisi M. S., Alshanti M. S., Shah M. F. et al. Overview of the diagnosis and management of diabetic ketoacidosis. Am. J. Med. Sci. 2006; 331: 243-251.
  26. Turk Z., Nemet I., Varga-Defteardarovic L., Car N. Elevated level of methylglyoxal during diabetic ketoacidosis and its recovery phase. Diabet. et Metab. 2006; 32: 176-180.
  27. Thorpe S. R., Lyons T. J., Baynes J. W. Glycation and glycoxidation in vascular disease. In: Keaney J. F. ed. Oxidative stress and vascular disease. Norwell: Kluwer Academic Publishers; 2000. 259-285.
  28. Singh R., Barden A., Von T., Belin L. Advanced glycation end-products: a review. Diabetologia 2002; 44: 129-146.
  29. Nemet I., Turk Z., Duvnjak L. et al. Humoral methylglyoxal level reflects glycemic fluctuation. Clin. Biochem. 2005; 38: 379-383.
  30. Reichard G. A., Skutches C. L., Hoeldke R. D., Owen O. E. Acetone metabolism in humans during diabetic ketoacidosis. Diabetes 1986; 35: 668-674.
  31. Phillips S. A., Thornalley P. J. The formation of methylglyoxal from triosephosphates. Investigation using a specific assay for methylglyoxal. Eur. J. Biochem. 1993; 212: 101-105.
  32. Laffel L. Ketone bodies: a review of physiology, pathophysiology and application of monitoring to diabetes. Diabet. Metab. Res. Rev. 1999; 15: 412-426.
  33. Александровский Я. А. Молекулярные механизмы взаимовлияния патологических процессов при совместном протекании сахарного диабета и рака. Биохимия. 2002; 67 (12): 1611-1631.
  34. Beisswenger B. G., Delucla E. M., Lapont N. et al. Ketosis leads to increased methylglyoxal production on the Atkins diet. Ann. N. Y. Acad. Sci. 2005; 1043: 201-210.
  35. Thornalley P. J. Clyoxalase I - structure, function and a critical role in the enxymatic defence against glycation. Biochem. Soc. Trans. 2003; 31: 1343-1348.
  36. Vantyghem M. C., Baiduck M., Zerimech F. Oxidative markers in diabetic ketoacidosis. J. Endocrinol. Invest. 2000; 23: 732- 736.
  37. Caprio S., Ray T. K., Boden G. et al. Improvement of metabolic control in diabetic patients during mebendazole administration: preliminary studies. Diabetologia 1984; 27: 52-55.
  38. Desai K. M., Wu L. Free radical generation by methylglyoxal in tissues. Drug. Metab. Drug. Interact. 2008; 23: 151-173.
  39. Kalapos M. P. Methylglyoxal in living organisms. Chemistry, biochemistry, toxicology and biological implications. Toxicol. Lett. 1999; 110: 145-175.
  40. Beisswenger P., Howell S. K., Nelson R. G. et al. Alpha-oxoaldehyde metabolism and diabetic complications. Biochem. Soc. Trans. 2003; 31: 1358-1363.
  41. Скулачев В. П. H2O2 - сенсоры легких и кровеносных сосудов и их роль в антиоксидантной защите организма. Биохимия 2001; 66 (10): 1425-1434.
  42. Бернштейн Л. М. Гормональный канцерогенез. СПб.: Наука, 2000.
  43. Dmitriev L. F., Dugin S. F. Aldehydes and disturbance of carbohydrate metabolism: some consequences and possible approaches to its normalization. Arch. Physiol. Biochem. 2007; 113: 87-95.
  44. Barski O. A., Tipparaju S. M., Bhatnagar A. The aldo-keto reductase superfamily and its role in drug metabolism and detoxification. Drug Metab. Rev. 2008; 40: 553-624.
  45. Thornalley P. J., Jahan I., Ng R. Suppression of the accumulation of triosephosphates and increased formation of methylglyoxal in human red blood cells during hyperglycaemia by thiamine in vitro. J. Biochem. (Tokyo) 2001; 129; 543-549.
  46. Miyata T., van Ypersele de Strihou C., Imasawa T. et al. Glyoxalase I deficiency is associated with an unusual level of advanced glycation end products in a hemodialysis patient. Kidney Int. 2001; 60: 2351-2359.
  47. Miyata T., van Ypersele de Strihou C., Kurokawa K., Baynes J. W. Alterations in nonenzymatic biochemistry in uremia: origin and significance of "carbonyl stress" in long-term uremic complications. Kidney Int. 1999; 55: 389-399.
  48. Uribarri J., Cai W., Peppa M. et al. Circulating glycotoxins and dietary advanced glycation end producta: two links to inflammatory response, oxidative stress, and aging. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 2007; 62: 427-433.
  49. Migliore L., Barale R., Bosco E. et al. Genotoxicity of methylglyoxal: cytogenetic damage in human lymphocytes in vitro and in intestinal cells of mice. Carcinogenesis 1990; 11: 1503- 1507.
  50. Farah R., Shurtz-Swirski R., Lapin O. Intensification of oxidative stress and inflammation in type 2 diabetes despite antihyperglycemic treatment. Cardiovasc. Diabetol. 2008; 7: 20-28.
  51. Kondoh Y., Kawase M., Kawakami Y., Ohmori S. Concentrations of D-lactate and its related metabolic intermediates in liver, blood, and muscle of diabetic and starved rats. Res. Exp. Med. 1992; 192: 407-414.

© ООО "Консилиум Медикум", 2010

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International License.
 
 


Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах