Генетическая дифференциация и клональность в локальной популяции кавказского эндемика trifolium polyphyllum c.a. Mey. (fabaceae)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Trifolium polyphyllum – эндемик Кавказа, отличающийся тем, что при принадлежности к семейству Fabaceae не фиксирует азот. Несмотря на это, вид изучен недостаточно, в частности ранее не было известно об особенностях его размножения и расселения. С помощью ISSR-анализа было установлено, что в популяции T. polyphyllum на горе Малая Хатипара присутствует как вегетативное, так и генеративное размножение особей, причем генеративное преобладает. При этом отдельные участки локальной популяции на площади около 2000 м² значительно генетически дифференцированы (PhiPT = 0.349, p = 0.001), вероятно, за счет отсутствия у вида приспособлений для переноса семян. Мы также предполагаем, что наблюдаемая концентрация генетически смешанных особей в верхней части склонов связана с особенностями поведения опылителей. Площади, занимаемые вегетативными клонами не превышают 1 м².

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

О. Б. Зеленова

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: ischanzer@gmail.com
Россия, Москва

М. А. Галкина

Главный ботанический сад им. Н.В. Цицина Российской академии наук

Email: ischanzer@gmail.com
Россия, Москва

В. Г. Онипченко

Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова

Email: ischanzer@gmail.com
Россия, Москва

И. А. Шанцер

Главный ботанический сад им. Н.В. Цицина Российской академии наук

Email: ischanzer@gmail.com
Россия, Москва

Список литературы

  1. Аджиев Р.Б., Онипченко В.Г. Восстановление биомассы надземных побегов альпийских растений после дефолиации // Тр. Тебердин. гос. заповедника. 2004. Вып. 21. С. 16–29.
  2. Гамцемлидзе З.Г. Структура и ритм развития растений субнивального пояса Центрального Кавказа. Автореф. дис. … канд. биол. наук. Тбилиси, 1980. 25 с.
  3. Нахуцришвили Г.Ш., Гамцемлидзе З.Г. Жизнь растений в экстремальных условиях высокогорий (на примере Центрального Кавказа). Л.: Наука, 1984. 124 с.
  4. Шхагапсоев С.Х. Эколого-биологические особенности редких и исчезающих растений Кабардино-Балкарии. Нальчик: КБГУ, 1994. 120 с.
  5. Нозадзе Л.М. Микосимбиотрофизм травянистых растений известняковых гор Западной Грузии // Микориза и другие формы консортивных связей в природе. Пермь, 1987. С. 29–36.
  6. Makarov M.I., Onipchenko V.G., Malysheva T.I. et al. Determinants of 15N natural abundance in leaves of co-occurring plant species and types within an alpine lichen heath in the Northern Caucasus // Arctic, Antarctic, Alpine Research. 2014. V. 46. P. 581–590.
  7. Макаров М. И., Онипченко В.Г., Малышева Т.И., и др. Симбиотическая азотфиксация бобовыми растениями альпийских экосистем: вегетационный эксперимент // Экология. 2021. № 1. С. 12–20.
  8. Аксенова А.А., Онипченко В.Г. Оценка влияния Trifolium polyphyllum на состав альпийских пустошей // Тр. Тебердин. гос. заповедника. 2003. Вып. 20. С. 114–117.
  9. Онипченко В.Г. Структура, фитомасса и продуктивность альпийских лишайниковых пустошей // Бюлл. Моск. о-ва испытателей природы, отд. биол. 1985. Т. 90. № 1. С. 59–66.
  10. Акатов В.В., Aкатова T.В. Изменения фитоценозов высокогорных лугов и пустошей Лагонакского нагорья (Западный Кавказ) за последние 15–20 лет // Растительность России. 2012. № 21. С. 3–12.
  11. Акатов В.В. Роль межценотических миграций растений в формировании альпийских фитоценозов Западного Кавказа // Ботан. журнал. 1997. Т. 82. №10. С. 111–120.
  12. Nakhutsrishvili G., Gagnidze R.I. Die subnivale und nivale Hochgebirgsvegetation des Kaukasus // Phytocoenosis. 1999. V. 11. № 2. P. 173–183.
  13. Егоров А.В., Онипченко В.Г. Ревизия субнивальной флоры Тебердинского заповедника // Тр. Тебердин. гос. заповедника. 2003. Вып. 20. С. 54–59.
  14. Курашев А.С. Антэкология энтомофильных альпийских растений северозападного Кавказа. II. Продолжительность и ритмика цветения // Юг России: экология, развитие. 2012. № 2. С. 59–67.
  15. Бобров Е.Г. Род 792. Клевер – Trifolium L. // Флора СССР. Т. 11. М., Л.: Изд. АН СССР, 1945. С. 189–261.
  16. Трифонова А.А., Кочиева Е.З., Кудрявцев А.М. Низкий уровень подразделенности популяций редкого вида Allium regellianum Becker ex Iljin Волгоградской области на основе данных ISSR-анализа // Экологическая генетика. 2017. Т. 15. № 1. С. 30–37. https://doi.org/10.17816/ecogen15130-37
  17. Dangi R.S., Lagu M.D., Choundhary L.B. et al. Assesment of genetic diversity in Trigonella foenum-graecum and Trigonella caerulea using ISSR and RAPD markers // BMC Plant Biology. 2004. № 4. https://doi.org/10.1186/1471-2229-4-13
  18. Wu Z.-h., Shi J., Xi M.-l. et al. Inter-Simple Sequence Repeat data reveals high genetic diversity in wild populations of the n arrowly distributed endemic Lilium regale in the Minjiang river valley of China // PLoS One. 2015. V. 10. № 3. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0118831
  19. Wu W., Chen F., Yeh K., Chen J. ISSR analysis of genetic diversity and structure of plum varieties cultivated in Southern China // Biology. 2019. № 8. 2. https://doi.org/10.3390/biology8010002
  20. Yan W., Li J., Zheng D., Friedman C., Wang H. Analysis of genetic population structure and diversity in Mallotus oblongifolius using ISSR and SRAP markers // PeerJ. 2019. https://doi.org/10.7717/peerj.7173
  21. Vaishnav K., Tiwari V., Durgapal A. et al. Estimation of genetic diversity and population genetic structure in Gymnema sylvestre (Retz.) R. Br. ex Schult. populations using DAMD and ISSR markers // J. Genetic Engineering and Biotechnology. 2023. № 21. https://doi.org/10.1186/s43141-023-00497-7
  22. Dalla Rizza M., Real D., Reyno R. et al. Genetic diversity and DNA content of three South American and three Eurasiatic Trifolium species // Genet. and Mol. Biol. 2007. V. 30. № 4. P. 1118–1124.
  23. Abate T., Tesfaye K., Fikru E., Mihret F. Application of ISSR-PCR to determine the genetic relationship and genetic diversity among steudneri clover (Trifolium steudneri) and quartin clover (Trifolium quartinianum) accessions of Ethiopia // Am. J. Biotechnol. Mol. Sci. 2014. V. 4. № 1. P. 1–14. https://doi.org/10.5251/ajbms.2014.4.1.1.14
  24. Nosrati H., Feizi M.H., Razban-Haghighi A., Seyed-Tarrah S. Impact of life history on genetic variation in Trifolium (Fabaceae) estimated by ISSR // Envir. and Exp. Biol. 2015. № 13. P. 83–88.
  25. Lee Y., Huh M.K. Characterization of genetic structure of Trifolium repens, T. pratense, and T. hybridum using Inter Simple Sequence Repeats (ISSR) markers // Res. J. Pharmaceutical, Biol. and Chem. Sci. 2015. V. 6. № 2. P. 1988–1993.
  26. Abate T. Inter Simple Sequence Repeat (ISSR) markers for genetic diversity studies in Trifolium species // Adv. in Life Sci. and Technology. 2017. № 55. P. 34–37.
  27. Abate T., Tesfaye K. Genetic diversity study of quarin clover (T. quartinianum) accessions of Ethiopia using ISSR markers // Advances in Life Sci. and Techn. 2017. № 55. P. 23–33.
  28. Oppmann E., Morris A.B. Assessing the clonal nature of running glade clover (Trifolium calcaricum J.L. Collins & T.F. Wieboldt; Fabaceae) // Castanea. 2021. V. 86. № 1. P. 117–124.
  29. Schanzer I.A., Semenova M.V., Shelepova O.V., Voronkova T.V. Genetic diversity and natural hybridization in populations of clonal plants of Mentha aquatica L. (Lamiaceae) // Wulfenia. 2012. V. 19. P. 131–139.
  30. Степанова Н.Ю., Федорова А.В., Шанцер И.А. О генетической структуре популяций Eversmannia subspinosa в России // Turczaninowia. 2023. V. 26. № 1. P. 83–94. https://doi.org/10.14258/turczaninowia.26.1.9
  31. Buntjer J.B. Cross Checker v. 2.91. 1999. Laboratory of Plant Breeding, Wageningen Agricultural University, Netherlands.
  32. Hammer Ø., Harper D.A.T., Ryan P.D. Palaeontological statistics software package for education and data analysis // Palaeontol. Electron. 2001. V. 4. http://palaeoelectronica.org/2001_1/past/ issue1_01.htm.
  33. Peakall R., Smouse P.E. GenAlEx 6: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research // Mol. Ecol. Notes. 2006. № 6. P. 288–295.
  34. Peakall R., Smouse P.E. GenAlEx 6.5: genetic analysis in Excel. Population genetic software for teaching and research – an update // Bioinformatics. 2012. № 28. P. 2537–2539.
  35. Pritchard J.K., StephensM., Donnelly P. Inference of population structure using multilocus genotype data // Genetics. 2000. V. 155. P. 945–959.
  36. Evanno G., Regnaut S., Goudet J. Detecting the number of clusters of individuals using the software STRUCTURE: a simulation study // Mol. Ecol. 2005. V. 14. № 8. P. 2611–2620.
  37. Earl D.A., von Holdt B.M. STRUCTURE HARVESTER: a website and program for visualizing STRUCTURE output and implementing the Evanno method // Conservation Genet. Res. 2012. V. 4. P. 359–361.
  38. Kopelman N.M., Mayzel J., Jakobsson M. et al. Clumpak: A program for identifying clustering modes and packaging population structure inferences across K. // Molec. Ecol. Resour. 2015. № 15. P. 1179–1191. doi: 10.1111/1755-0998.12387
  39. Wen J., Zimmer E. Phylogeny and biogeography of Panax L. (the ginseng genus, Araliaceae): Inferences from ITS sequences of nuclear ribosomal DNA // Mol. Phylogen. Evol. 1996. № 6. P. 167–177. https://doi.org/10.1006/mpev.1996.0069
  40. Taberlet P, Gielly L, Pautou G, Bouvet J. Universal primers for amplification of three non-coding regions of chloroplast DNA // Plant Mol. Biol. 1991. № 17. P. 1105–1109.
  41. Hall T.A. BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT // Nucl. Ac. Symp. Series. 1999. V. 41. P. 95–98.
  42. Petrauskas G., Norkevičienė E., Baistruk-Hlodan L. Genetic differentiation of red clover (Trifolium pratense L.) cultivars and their wild relatives // Agriculture. 2023. V. 13. https://doi.org/10.3390/agriculture13051008
  43. Nair R.M., Peck D.M., Rowe T.D. et al. Breeding system in Trifolium glanduliferum (Fabaceae) // New Zealand J. of Agricultural Res. 2007. V. 50. № 4. 451–456. https://doi.org/10.1080/00288230709510312
  44. Dhar R., Sharma N., Sharma B. Ovule abortion in relation to breeding system in four Trifolium species // Curr. Sci. 2006. V. 91. № 4. P. 482–485. http://www.jstor.org/stable/24093949
  45. Pritchard A.J., t’Mannetje L. The breeding systems and some interspecific relations of a number of African Trifolium spp. // Euphytica. 1967. V. 16. P. 324–329. https://doi.org/10.1007/BF00028938
  46. Morley F.H.W. The mode of pollination in strawberry clover (Trifolium fragiferum) // Australian J. of Exper. Agriculture 1963. V. 3. P. 5–8. doi: 10.1071/EA9630005
  47. Pasumarty S.V., Matsumura T., Higuchi S., Yamada T. Causes of low seed set in white clover (Trifolium repens L.) // Grass and Forage Science. 1993. V. 48. P. 79–83.
  48. Buyukkartal H.N.B. Causes of low seed set in the natural tetraploid Trifolium pratense L. (Fabaceae) // African J. of Biotechnology. 2008. V. 7. № 9. P. 1240–1249.
  49. Dhar R., Sharma N., Sharma B. Ovule abortion in relation to breeding system in four Trifolium species // Curr. Sci. 2006. V. 91. № 4. P. 482–485.
  50. Rao S., Stephen W.P. Bumble bee pollinators in red clover seed production // Crop Science. 2009. V. 49. P. 2207–2214. https://doi.org/10.2135/cropsci2009.01.0003
  51. Palmer-Jones T., Forster I.W., Clinch P.G. Observations on the pollination of Montgomery red clover (Trifolium pratense L.) // New Zealand J. of Agricultural Res. 1966. V. 9. № 3. P. 738–747. https://doi.org/10.1080/00288233.1966.10431563
  52. Bowers M.A. Bumble bee colonization, extinction, and reproduction in subalpine meadows in Northeastern Utah // Ecology. 1985. V. 66. № 3. P. 914–927.
  53. Hatfield R.G., LeBuhn G. Patch and landscape factors shape community assemblage of bumble bees, Bombus spp. (Hymenoptera: Apidae), in montane meadows // Biol. Conservation. 2007. V. 139. P. 150–158. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2007.06.019
  54. Darvill B., Knight M.E., Goulson D. Use of genetic markers to quantify bumblebee foraging range and nest density // Oikos. 2004. V. 107. P. 471–478.
  55. Elliott S.E. Subalpine bumble bee foraging distances and densities in relation to flower availability // Envir. Entomology. 2009. V. 38. № 3. P. 748–756.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. а – Положение исследованной популяции на Кавказе (красный треугольник), б – “подушка” T. polyphyllum (фото В. Онипченко); в – расположение мест отбора образцов на горе Малая Хатипара: 1 – первая трансекта, 2 – вторая трансекта, 3 – первая “подушка”, 4 – вторая “подушка”. Трансекты разбиты на прямоугольные участки 1 × 0.5 м, с которых отбирали образцы. Изображение горы получено с помощью сервиса Google Earth (https://earth.google.com/web/). Масштабная линейка 60 м.

Скачать (11MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Результаты исследования первой выборки. а – Ординация методом NMDS: 1 – первая трансекта, 2 – вторая трансекта, 3 – первая “подушка”, 4 – вторая “подушка”; б – кластеризация образцов первой и второй трансект методом UPGMA, дистанция Жаккара; в – кластеризация образцов первой и второй “подушек” методом UPGMA, дистанция Жаккара. Значения бутстреп-поддержки выше 60% показаны около соответствующих узлов. Образцы с первой трансекты обозначены красным цветом, со второй – зеленым; с первой “подушки” – синим, со второй “подушки” – малиновым.

Скачать (3MB)
Метаданные
4. Рис. 3. Результаты исследования первой выборки в программе STRUCTURE. а – График ΔK; б – столбчатая диаграмма апостериорных вероятностей отнесения образцов к генетическим кластерам для К = 4 и расположение образцов на трансектах, кружками обозначены образцы с вероятностью отнесения к соответствующему кластеру >95%, треугольниками – генетически смешанные образцы, цвет соответствует кластеру, к которому образец относится с наибольшей вероятностью, трансекты и расположение образцов на них изображены схематично; в – ординация методом NMDS, обозначения образцов те же, цифры указывают номера кластеров, дроби – номера кластеров, к которым образец относится с наибольшей/меньшей вероятностью. Трансекты и расположение образцов на них изображены схематично над столбчатой диаграммой и обозначены соответственно цифрами 1 и 2.

Скачать (4MB)
Метаданные
5. Рис. 4. Результаты анализа образцов второй выборки. а – Ординация методом NMDS, 1 – первая трансекта, 2 – вторая трансекта; б – кластеризация образцов с первой и второй трансект методом UPGMA, дистанция Жаккара; образцы с первой трансекты обозначены красным цветом, со второй – зеленым.

Скачать (268KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах