Характеристика стрессоустойчивой трансгенной линии пшеницы, сверхэкспрессирующей ген фермента биосинтеза жасмонатов, 12-оксофитодиеноатредуктазы AtOPR3

封面

如何引用文章

全文:

开放存取 开放存取
受限制的访问 ##reader.subscriptionAccessGranted##
受限制的访问 订阅存取

详细

Жасмонаты участвуют в регуляции защитных механизмов в растениях при неблагоприятных условиях среды, а также их роста и развития. В основном, знания о путях биосинтеза и передачи сигналов жасмонатов получены благодаря исследованию модельного двудольного растения Arabidopsis thaliana, однако их функции и молекулярные механизмы действия у однодольных растений, а именно у пшеницы, до сих пор остаются малоизученными. В данной работе мы исследовали устойчивость к стрессовым воздействиям мягкой пшеницы сорта Саратовская-60 и созданной на ее основе трансгенной линии (Tr-3) со сверхэкспрессией гена биосинтеза жасмонатов, 12-оксофитодиеноатредуктазы AtOPR3 (12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE 3) из Arabidopsis thaliana. Несмотря на высокий уровень экспрессии перенесенного гена AtOPR3, содержание жасмоновой кислоты и ее конъюгата с изолейцином оказалось неизменным в листьях интактных трансгенных растений. После механического повреждения листьев, содержание жасмоновой кислоты в изучаемой трансгенной линии Tr-3 оказалось даже ниже в сравнении с поврежденными нетрансгенными растениями пшеницы Саратовская-60. Различий в содержании 12-оксофитодиеновой кислоты и жасмоноил-изолейцина не было. При этом стресс-индуцированный уровень экспрессии собственных генов алленоксидсинтазы, регулируемых жасмонатами, в трансгенных растениях Tr-3 стал выше, в сравнении с нетрансгенным контролем. Трансгенные растения пшеницы проявили повышенную устойчивость к заражению некротрофным грибом Botrytis cinerea, а также к осмотическому стрессу, вызванному полиэтиленгликолем при прорастании семян. В листьях трансгенной линии Tr-3, зараженных B. сinerea, наблюдалась более высокая активность каталазы, фермента антиоксидантной системы, в сравнении с зараженными листьями нетрансгенных растений, что свидетельствует о ее возможной роли в повышении устойчивости Tr-3 к фитопатогену. Таким образом, немногочисленные данные об особенностях функционирования жасмонатной системы в пшенице дополнены новыми данными о роли экспрессии одного из ключевых генов биосинтеза жасмонатов, а именно 12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE, в регуляции защитных ответов при пониженном стресс-индуцированном уровне жасмоновой кислоты.

全文:

受限制的访问

作者简介

Д. Мирошниченко

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук; Филиал Института биоорганической химии Российской академии наук им. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино; г. Пущино

А. Пиголев

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

К. Тихонов

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

Е. Дегтярёв

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

Е. Лещенко

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук; Пущинский филиал Российского биотехнологического университета

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино; г. Пущино

В. Алексеева

Филиал Института биоорганической химии Российской академии наук им. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

А. Пушин

Филиал Института биоорганической химии Российской академии наук им. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

С. Долгов

Филиал Института биоорганической химии Российской академии наук им. М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

А. Баснет

Департамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. Лейбница

Email: savchenko_t@rambler.ru
德国, г. Галле/Заале

Д. Горбач

Департамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. Лейбница

Email: savchenko_t@rambler.ru
德国, г. Галле/Заале

Т. Леонова

Департамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. Лейбница

Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Галле/Заале

А. Фролов

Департамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. Лейбница; Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук

Email: savchenko_t@rambler.ru
德国, г. Галле/Заале; Москва, Россия

Т. Савченко

Пущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук

编辑信件的主要联系方式.
Email: savchenko_t@rambler.ru
俄罗斯联邦, г. Пущино

参考

  1. Wang J., Song L., Gong X., Xu J., Li M. Functions of jasmonic acid in plant regulation and response to abiotic stress // Inter. J. Mol. Sci. 2020. V. 21. P. 1446. https://doi.org/10.3390/ijms21041446
  2. Пиголев А.В., Дегтярёв Е.А., Мирошниченко Д.Н., Савченко Т.В. Перспективы применения жасмонатов, салицилатов и абсцизовой кислоты в сельском хозяйстве для повышения стрессоустойчивости растений // Сельскохозяйственная биология. 2023. Т. 58. С. 3. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2023.1.3rus
  3. Wasternack C., Song S. Jasmonates: biosynthesis, metabolism, and signaling by proteins activating and repressing transcription // J. Exp. Bot. 2017. V. 68. P. 1303. https://doi.org/10.1093/jxb/erw443
  4. Koo A., Howe G. Catabolism and deactivation of the lipid-derived hormone jasmonoyl-isoleucine // Front. Plant Sci. 2012. V. 3. P. 19. https://doi.org/10.3389/fpls.2012.00019
  5. Heitz T., Smirnova E., Marquis V., Poirier L. Metabolic control within the jasmonate biochemical pathway // Plant Cell Physiol. 2019. V. 60. P. 2621. https://doi.org/10.1093/pcp/pcz172
  6. Wasternack C., Strnad M. Jasmonate signaling in plant stress responses and development – active and inactive compounds // New Biotechnol. 2016. V. 33. P. 604. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2015.11.001
  7. Song S., Qi T., Huang H., Ren Q., Wu D., Chang C., Peng W., Liu Y., Peng J., Xie D. The jasmonate-ZIM domain proteins interact with the R2R3-MYB transcription factors MYB21 and MYB24 to affect jasmonate-regulated stamen development in Arabidopsis // Plant cell. 2011. V. 23. P. 1000. https://doi.org/10.1105/tpc.111.083089
  8. Goossens J., Mertens J., Goossens A. Role and functioning of bHLH transcription factors in jasmonate signalling // J. Exp. Bot. 2016. V. 68. P. 1333. https://doi.org/10.1093/jxb/erw440
  9. Nakata M., Mitsuda N., Herde M., Koo A.J., Moreno J.E., Suzuki K., Howe G.A., Ohme-Takagi M. A bHLH-type transcription factor, ABA-INDUCIBLE BHLH-TYPE TRANSCRIPTION FACTOR/JA-ASSOCIATED MYC2-LIKE1, acts as a repressor to negatively regulate jasmonate signaling in Arabidopsis // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 1641. https://doi.org/10.1105/tpc.113.111112
  10. Sasaki-Sekimoto Y., Jikumaru Y., Obayashi T., Saito H., Masuda S., Kamiya Y., Ohta H., Shirasu K. Basic helix-loop-helix transcription factors JASMONATE-ASSOCIATED MYC2-LIKE1 (JAM1), JAM2, and JAM3 are negative regulators of jasmonate responses in Arabidopsis // Plant Physiol. 2013. V. 163. P. 291. https://doi.org/10.1104/pp.113.220129
  11. Fonseca S., Fernandez-Calvo P., Fernandez G.M., Díez-Díaz M., Gimenez-Ibanez S., Lopez-Vidriero I., Godoy M., Fernandez-Barbero G., Van Leene J., De Jaeger G. bHLH003, bHLH013 and bHLH017 are new targets of JAZ repressors negatively regulating JA responses // PloS One. 2014. V. 9. P. e86182. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0086182
  12. Jiang Y., Liang G., Yang S., Yu D. Arabidopsis WRKY57 functions as a node of convergence for jasmonic acid–and auxin-mediated signaling in jasmonic acid–induced leaf senescence // Plant Cell. 2014. V. 26. P. 230. https://doi.org/10.1105/tpc.113.117838
  13. Hu P., Zhou W., Cheng Z., Fan M., Wang L., Xie D. JAV1 controls jasmonate-regulated plant defense // Molec. Cell. 2013. V. 50. P. 504. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.027
  14. Ali M.R.M., Uemura T., Ramadan A., Adachi K., Nemoto K., Nozawa A., Hoshino R., Abe H., Sawasaki T., Arimura G.I. The ring-type E3 ubiquitin ligase JUL1 targets the VQ-motif protein JAV1 to coordinate jasmonate signaling // Plant Physiol. 2019. V. 179. P. 1273. https://doi.org/10.1104/pp.18.00715
  15. Wasternack C. Jasmonates: an update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development // Ann. Bot. 2007. V. 100. P. 681. https://doi.org/10.1093/aob/mcm079
  16. Hu C., Wei C., Ma Q., Dong H., Shi K., Zhou Y., Foyer C.H., Yu J. Ethylene response factors 15 and 16 trigger jasmonate biosynthesis in tomato during herbivore resistance // Plant Physiol. 2021. V. 185. P. 1182. https://doi.org/10.1093/plphys/kiaa089
  17. Liu Y., Du M., Deng L., Shen J., Fang M., Chen Q., Lu Y., Wang Q., Li C., Zhai Q. MYC2 regulates the termination of jasmonate signaling via an autoregulatory negative feedback loop // Plant Cell. 2019. V. 31. P. 106. https://doi.org/10.1105/tpc.18.00405
  18. Shi R., Yu J., Chang X., Qiao L., Liu X., Lu L. Recent advances in research into jasmonate biosynthesis and signaling pathways in agricultural crops and products // Processes. 2023. V. 11. P. 736. https://doi.org/10.3390/pr11030736
  19. Pradhan M., Pandey P., Baldwin I.T., Pandey S.P. Argonaute4 Modulates Resistance to Fusarium brachygibbosum Infection by regulating jasmonic acid signaling // Plant Physiol. 2020. V. 184. P. 1128. https://doi.org/10.1104/pp.20.00171
  20. Chehab E.W., Kim S., Savchenko T., Kliebenstein D., Dehesh K., Braam J. Intronic T-DNA insertion renders Arabidopsis opr3 a conditional jasmonic acid-producing mutant // Plant Physiol. 2011. V. 156. P. 770. https://doi.org/10.1104/pp.111.174169
  21. Breithaupt C., Kurzbauer R., Lilie H., Schaller A., Strassner J., Huber R., Macheroux P., Clausen T. Crystal structure of 12-oxophytodienoate reductase 3 from tomato: self-inhibition by dimerization // Proc. Nat. Acad. Sci. 2006. V. 103. P. 14337. https://doi.org/10.1073/pnas.0606603103
  22. Zhu T., Herrfurth C., Xin M., Savchenko T., Feussner I., Goossens A., De Smet I. Warm temperature triggers JOX and ST2A-mediated jasmonate catabolism to promote plant growth // Nat. Commun. 2021. V. 12. P. 4804. https://doi.org/10.1038/s41467-021-24883-2
  23. Pigolev A.V., Miroshnichenko D.N., Pushin A.S., Terentyev V.V., Boutanayev A.M., Dolgov S.V., Savchenko T.V. Overexpression of Arabidopsis OPR3 in hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) alters plant development and freezing tolerance // Inter. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 3989. https://doi.org/10.3390/ijms19123989
  24. Degtyaryov E., Pigolev A., Miroshnichenko D., Frolov A., Basnet A.T., Gorbach D., Leonova T., Pushin A.S., Alekseeva V., Dolgov S., Savchenko T. 12-Oxophytodienoate reductase overexpression compromises tolerance to Botrytis cinerea in hexaploid and tetraploid wheat // Plants (Basel). 2023. V. 12. P. 2050. https://doi.org/10.3390/plants12102050
  25. Tenea G.N., Bota A.P., Raposo F.C., Maquet A. Reference genes for gene expression studies in wheat flag leaves grown under different farming conditions // BMC Research Notes. 2011. V. 4. P. 373. https://doi.org/10.1186/1756-0500-4-373
  26. Rowe H.C., Kliebenstein D.J. Elevated genetic variation within virulence-associated Botrytis cinerea polygalacturonase loci // Molec. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. P. 1126. https://doi.org/10.1094/MPMI-20-9-1126
  27. Savchenko T., Walley J.W., Chehab E.W., Xiao Y., Kaspi R., Pye M.F., Mohamed M.E., Lazarus C.M., Bostock R.M., Dehesh K. Arachidonic acid: an evolutionarily conserved signaling molecule modulates plant stress signaling networks // Plant Cell. 2010. V. 22. P. 3193. https://doi.org/10.1105/tpc.110.073858
  28. Hodges D.M., DeLong J.M., Forney C.F., Prange R.K. Improving the thiobarbituric acid-reactive-substances assay for estimating lipid peroxidation in plant tissues containing anthocyanin and other interfering compounds // Planta. 1999. V. 207. P. 604. https://doi.org/10.1007/s004250050524
  29. Ngo T.T., Lenhoff H.M. A sensitive and versatile chromogenic assay for peroxidase and peroxidase-coupled reactions // Analyt. Biochem. 1980. V. 105. P. 389. https://doi.org/10.1016/0003-2697(80)90475-3
  30. Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide dismutases: I. Occurrence in higher plants // Plant Physiol. 1977. V. 59. P. 309. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309
  31. Полесская О.Г., Каширина Е.И., Алехина Н.Д. Изменение активности антиоксидантных ферментов в листьях и корнях пшеницы в зависимости от формы и дозы азота в среде // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 686. https://doi.org/10.1023/B:RUPP.0000040746.66725.77
  32. AbuQamar S., Moustafa K., Tran L.S. Mechanisms and strategies of plant defense against Botrytis cinerea // Critical reviews in biotechnology. 2017. V. 37. P. 262. https://doi.org/10.1080/07388551.2016.1271767
  33. Wan S., Xin X.F. Regulation and integration of plant jasmonate signaling: a comparative view of monocot and dicot // J. Genet. Genom. = Yi chuan xue bao. 2022. V. 49. P. 704. https://doi.org/10.1016/j.jgg.2022.04.002
  34. Egusa M., Ozawa R., Takabayashi J., Otani H., Kodama M. The jasmonate signaling pathway in tomato regulates susceptibility to a toxin-dependent necrotrophic pathogen // Planta. 2009. V. 229. P. 965. https://doi.org/10.1007/s00425-009-0890-x
  35. Li N., Han X., Feng D., Yuan D., Huang L.J. Signaling crosstalk between salicylic acid and ethylene/jasmonate in plant defense: do we understand what they are whispering? // Inter. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 671. https://doi.org/10.3390/ijms20030671
  36. Ferrari S., Plotnikova J.M., De Lorenzo G., Ausubel F.M. Arabidopsis local resistance to Botrytis cinerea involves salicylic acid and camalexin and requires EDS4 and PAD2, but not SID2, EDS5 or PAD4 // Plant J. 2003. V. 35. P. 193. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.2003.01794.x
  37. Lorenzo O., Chico J.M., Sánchez-Serrano J.J., Solano R. JASMONATE-INSENSITIVE1 encodes a MYC transcription factor essential to discriminate between different jasmonate-regulated defense responses in Arabidopsis // Plant Cell. 2004. V. 16. P. 1938. https://doi.org/10.1105/tpc.022319
  38. Aerts N., Pereira Mendes M., Van Wees S.C.M. Multiple levels of crosstalk in hormone networks regulating plant defense // Plant J. 2021. V. 105. P. 489. https://doi.org/10.1111/tpj.15124
  39. Zhang Y., Wang H.L., Li Z., Guo H. Genetic network between leaf senescence and plant immunity: crucial regulatory nodes and new insights // Plants (Basel). 2020. V. 9. P. 495. https://doi.org/10.3390/plants9040495
  40. Yuan H.M., Liu W.C., Lu Y.T. CATALASE2 coordinates SA-mediated repression of both auxin accumulation and JA biosynthesis in plant defenses // Cell Host Microbe. 2017. V. 21. P. 143. https://doi.org/10.1016/j.chom.2017.01.007
  41. Bi K., Liang Y., Mengiste T., Sharon A. Killing softly: a roadmap of Botrytis cinerea pathogenicity // Trends Plant Sci. 2023. V. 28. P. 211. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2022.08.024
  42. Wang Y., Mostafa S., Zeng W., Jin B. Function and mechanism of jasmonic acid in plant responses to abiotic and biotic stresses // Inter. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. 8568. https://doi.org/10.3390/ijms22168568
  43. Ji Y., Liu J., Xing D. Low concentrations of salicylic acid delay methyl jasmonate-induced leaf senescence by up-regulating nitric oxide synthase activity // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 5233. https://doi.org/10.1093/jxb/erw280

补充文件

附件文件
动作
1. JATS XML
下载
2. Fig. 1. Expression analysis of jasmonate biosynthetic pathway genes in transgenic (Tr-3) and control (Sar-60) wheat plants. Data represent means ± standard errors (n = 4). Letters denote statistically significant differences at P < 0.05 (ANOVA followed by Duncan's test).

下载 (197KB)
索引源数据
3. Fig. 2. Content of individual jasmonates (12-OPDK; JA; Ile-JA) in intact and wounded leaves of hexaploid wheat Saratovskaya-60 (Sar-60) (filled circles) and transgenic plant overexpressing AtOPR3 (Tr-3) (open squares). Each circle and square represents an individual plant; horizontal lines are the mean value. An asterisk denotes a statistically significant difference between two genotypes at P < 0.05.

下载 (164KB)
索引源数据
4. Fig. 3. Susceptibility of transgenic wheat line Tr-3 to Botrytis cinerea. (a) Representative images of infected leaves on day 5 post-infection; (b) Size of total leaf damage; (c) Size of necrotic leaf damage. Data represent the average values ​​of three independent experiments with 6–7 biological replicates with standard error of the mean. ** – statistically significant difference between two genotypes at P < 0.01, as assessed by Student’s t-test.

下载 (139KB)
索引源数据
5. Fig. 4. Dependence of MDA content and antioxidant enzyme activity in leaf tissue of Sar-60 (1, 2) and Tr-3 (3, 4), uninfected (1, 3) and infected with B. cinerea (2, 4), on the time elapsed from the beginning of B. cinerea inoculation: (a) MDA content; (b) peroxidase activity; (c) catalase activity; (d) SOD activity. For infected leaves, mean values ​​and standard deviations for 2–3 biological replicates are presented.

下载 (376KB)
索引源数据
6. Fig. 5. Root growth of non-transgenic (Sar-60) and transgenic (Tr-3) plant seedlings in water (a, b) and 20% PEG 6000 solution (c, d). (a, c) – representative images of seedlings in water (a) and on PEG (c). The graphs show the length of the most developed roots of seedlings (n = 15–25); solid horizontal lines show the median, dotted lines – the 75th and 25th percentiles of the distribution. Asterisks mark statistically significant differences between genotypes, as assessed by Student’s t-test (* – P ≤ 0.05), (*** – P ≤ 0.001).

下载 (343KB)
索引源数据

版权所有 © Russian Academy of Sciences, 2024

##common.cookie##