Influence of Growth Regulators and Different Spectra of Monochromatic Radiation on the Growth and Biosynthetic Characteristics of Callus Culture of Ipomoea batatas (L.) Lam.

Yu. A. Yugay; Югай Ю. А.; O. V. Grishchenko; Грищенко О. В.; E. A. Vasyutkina; Васюткина Е. А.; V. P. Grigorchuk; Григорчук В. П.; E. N. Chukhlomina; Чухломина Е. Н.; Zh. L. Tsydeneshieva; Цыденешиева Ж. Л.; O. D. Kudinova; Кудинова О. Д.; Yu. L. Yaroshenko; Ярошенко Ю. Л.; A. I. Degtyarenko; Дегтяренко А. И.; E. P. Subbotin; Субботин Е. П.; V. P. Bulgakov; Булгаков В. П.; Yu. N. Kulchin; Кульчин Ю. Н.; Yu. N. Shkryl; Шкрыль Ю. Н.

doi:10.31857/S0015330323600808

Влияние регуляторов роста и различных спектров монохроматического излучения на ростовые и биосинтетические характеристики каллусной культуры Ipomoea batatas (L.) Lam.

Авторы: Югай Ю.А.¹, Грищенко О.В.¹, Васюткина Е.А.¹, Григорчук В.П.¹, Чухломина Е.Н.¹, Цыденешиева Ж.Л.¹, Кудинова О.Д.¹, Ярошенко Ю.Л.¹, Дегтяренко А.И.¹, Субботин Е.П.², Булгаков В.П.¹, Кульчин Ю.Н.², Шкрыль Ю.Н.¹
Учреждения:
1. Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии Дальневосточного отделения Российской академии наук
2. Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт автоматики и процессов управления Дальневосточного отделения Российской академии наук
Выпуск: Том 70, № 7 (2023)
Страницы: 811-822
Раздел: ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
URL: https://journals.rcsi.science/0015-3303/article/view/233786
DOI: https://doi.org/10.31857/S0015330323600808
EDN: https://elibrary.ru/BGODUV
ID: 233786

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

В работе изучили влияние регуляторов роста растений, а также воздействие монохроматического излучения различного спектрального состава на рост и накопление вторичных метаболитов в каллусной культуре овощного батата (Ipomoea batatas L.). Установлено, что аналоги ауксинов в низких концентрациях (0.5 мг/л) значительно стимулируют прирост биомассы клеток, при этом эффект 4-хлорфеноксиуксусной кислоты (4-ХФУК) был более выражен (стимуляция в 16 раз), чем у 2,4-дихлорфеноксиуксусной кислоты (2,4-Д) (стимуляция в 13.5 раз). Как увеличение концентрации 2,4-Д и 4-ХФУК в среде, так и добавление цитокинина, 6-бензиламинопурина (БАП), приводило к существенному ингибированию роста культур (до 3 раз). В отличие от 2,4-Д, добавление 4-ХФУК приводило к 8-кратному повышению в культивируемых клетках суммарного содержания полифенольных соединений. Активирующее влияние 4-ХФУК на биосинтетические характеристики культуры клеток I. batatas сохранялось и при внесении БАП, тогда как увеличение концентрации 4-ХФУК приводило к нивелированию активирующего действия. Монохроматическое излучение – белый, красный (660 и 630 нм), желтый, зеленый, синий (440 и 460 нм) свет ингибировали рост (до 1.5 раз) и суммарное накопление вторичных метаболитов в клетках I. batatas (до 1.8 раз). При этом белый, яркий синий и красный спектры дифференцировано активировали образование отдельных соединений – 3,4-ди-кофеилхинной кислоты и 3-ферулоил-5-кофеилхинной кислота. Таким образом, мы установили, что как аналоги ауксина, так и спектральное излучение проявляют различное влияние на ростовые и биосинтетические характеристики культуры I. batatas.

Ключевые слова

Ipomoea batatas, клеточная культура, регуляторы роста растений, монохроматическое излучение, вторичный метаболизм, кофеилхинные кислоты

Список литературы

Nawiri S.O., Oduor R.O., Jalemba A.M. Genetic engineering of sweet potatoes (Ipomoea batatas) using isopentenyl transferase gene for enhanced drought tolerance // Asian J. Agric. 2017. V. 1. P. 85. https://doi.org/10.13057/asianjagric/g010206
Phahlane C.J., Laurie S.M., Shoko T., Manhivi V.E., Sivakumar D. Comparison of caffeoylquinic acids and functional properties of domestic sweet potato (Ipomoea batatas (L.) Lam.) storage roots with established overseas varieties // Foods. 2022. V. 11. P. 1329. https://doi.org/10.3390/foods11091329
Tanaka M., Ishiguro K., Oki T., Okuno S. Functional components in sweetpotato and their genetic improvement // Breed Sci. 2017. V. 67. P. 52. https://doi.org/10.1270/jsbbs.16125
Santana-Gálvez J., Cisneros-Zevallos L., Jacobo-Velázquez D. Chlorogenic acid: recent advances on its dual role as a food additive and a nutraceutical against metabolic syndrome // Molecules. 2017. V. 22. P. 358. https://doi.org/10.3390/molecules22030358
Kai K., Shimizu B., Mizutani M., Watanabe K., Sakata K. Accumulation of coumarins in Arabidopsis thaliana // Phytochem. 2006. V. 67. P. 379. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2005.11.006
Teow C.C., Truong V.-D., McFeeters R.F., Thompson R.L., Pecota K.V., Yencho G.C. Antioxidant activities, phenolic and β-carotene contents of sweet potato genotypes with varying flesh colours // Food Chem. 2007. V. 103. P. 829. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.09.033
Truong V.-D., McFeeters R.F., Thompson R.T., Dean L.L., Shofran B. Phenolic acid content and composition in leaves and roots of common commercial sweetpotato (Ipomea batatas L.) cultivars in the United States // J. Food Sci. 2007. V. 72. P. C343. https://doi.org/10.1111/j.1750-3841.2007.00415.x
Alam M., Rana Z., Islam S. Comparison of the proximate composition, total carotenoids and total polyphenol content of nine orange-fleshed sweet potato varieties grown in Bangladesh // Foods. 2016. V. 5. P. 64. https://doi.org/10.3390/foods5030064
Kozai T., Kubota C., Ryoung Jeong B. Environmental control for the large-scale production of plants through in vitro techniques // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 1997. V. 51. P. 49. https://doi.org/10.1023/A:1005809518371
Wawrosch C., Zotchev S.B. Production of bioactive plant secondary metabolites through in vitro technologies—status and outlook // Appl. Microbiol. Biotech. 2021. V. 105. P. 6649. https://doi.org/10.1007/s00253-021-11539-w
Thiruvengadam M., Rekha K., Rajakumar G., Lee T.-J., Kim S.-H., Chung I.-M. Enhanced production of anthraquinones and phenolic compounds and biological activities in the cell suspension cultures of Polygonum multiflorum // Int. J. Mol. Sci. 2016. V. 17. P. 1912. https://doi.org/10.3390/ijms17111912
Khan H., Khan T., Ahmad N., Zaman G., Khan T., Ahm-ad W., Batool S., Hussain Z., Drouet S., Hano C., Abbasi B.H. Chemical elicitors-induced variation in cellular biomass, biosynthesis of secondary cell products, and antioxidant system in callus cultures of Fagonia indica // Molecules. 2021. V. 26. P. 6340. https://doi.org/10.3390/molecules26216340
Chung I.M., Rekha K., Rajakumar G., Thiruvengadam M. Elicitation of silver nanoparticles enhanced the secondary metabolites and pharmacological activities in cell suspension cultures of bitter gourd // Biotech. 2018. V. 8. P. 412. https://doi.org/10.1007/s13205-018-1439-0
Hashim M., Ahmad B., Drouet S., Hano C., Abbasi B.H., Anjum S. Comparative effects of different light sources on the production of key secondary metabolites in plants in vitro cultures // Plants. 2021. V. 10. P. 1521. https://doi.org/10.3390/plants10081521
Mipeshwaree Devi A., Khedashwori Devi K., Premi Devi P., Lakshmipriyari Devi M., Das S. Metabolic engineering of plant secondary metabolites: prospects and its technological challenges // Front. Plant Sci. 2023. V. 14. P. 1171154. https://doi.org/10.3389/fpls.2023.1171154
De Geyter N., Gholami A., Goormachtig S., Goossens A. Transcriptional machineries in jasmonate-elicited plant secondary metabolism // Trends Plant Sci. 2012. V. 17. P. 349. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2012.03.001
Halder M., Sarkar S., Jha S. Elicitation: a biotechnological tool for enhanced production of secondary metabolites in hairy root cultures // Eng. Life Sci. 2019. V. 19. P. 880. https://doi.org/10.1002/elsc.201900058
Sanchez-Muñoz R., Moyano E., Khojasteh A., Bonfill M., Cusido R.M., Palazon J. Genomic methylation in plant cell cultures: a barrier to the development of commercial long-term biofactories // Eng. Life Sci. 2019. V. 19. P. 872. https://doi.org/10.1002/elsc.201900024
Dubrovina A.S., Kiselev K.V. Effect of long-term cultivation on resveratrol accumulation in a high-producing cell culture of Vitis amurensis // Acta Physiol. Plant. 2012. V. 34. P. 1101. https://doi.org/10.1007/s11738-011-0907-5
Veremeichik G.N., Bulgakov V.P., Shkryl Y.N., Silantieva S.A., Makhazen D.S., Tchernoded G.K., Mischenko N.P., Fedoreyev S.A., Vasileva E.A. Activation of anthraquinone biosynthesis in long-cultured callus culture of Rubia cordifolia transformed with the rolA plant oncogene // J. Biotech. 2019. V. 306. P. 38. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2019.09.007
Vasyutkina E.A., Yugay Y.A., Grigorchuk V.P., Grishchenko O.V., Sorokina M.R., Yaroshenko Y.L., Kudinova O.D., Stepochkina V.D., Bulgakov V.P., Shkryl Y.N. Effect of stress signals and Ib-rolB/C overexpression on secondary metabolite biosynthesis in cell cultures of Ipomoea batatas // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. P. 15100. https://doi.org/10.3390/ijms232315100
Bantis F., Smirnakou S., Ouzounis T., Koukounaras A., Ntagkas N., Radoglou K. Current status and recent achievements in the field of horticulture with the use of light-emitting diodes (LEDs) // Sci. Hortic. 2018. V. 235. P. 437. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2018.02.058
Bajwa M.N., Khanum M., Zaman G., Ullah M.A., Farooq U., Waqas M., Ahmad N., Hano C., Abbasi B.H. Effect of wide-spectrum monochromatic lights on growth, phytochemistry, nutraceuticals, and antioxidant potential of in vitro callus cultures of Moringa oleifera // Molecules. 2023. V. 28. P. 1497. https://doi.org/10.3390/molecules28031497
Szopa A., Ekiert H. The importance of applied light quality on the production of lignans and phenolic acids in Schisandra chinensis (Turcz.) Baill. cultures in vitro // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 2016. V. 127. P. 115. https://doi.org/10.1007/s11240-016-1034-1
Lian T.T., Cha S.-Y., Moe M.M., Kim Y.J., Bang K.S. Effects of different colored LEDs on the enhancement of biologically active ingredients in callus cultures of Gynura procumbens (Lour.) Merr. // Molecules. 2019. V. 24. P. 4336. https://doi.org/10.3390/molecules24234336
Adil M., Haider Abbasi B., Ul Haq I. Red light controlled callus morphogenetic patterns and secondary metabolites production in Withania somnifera L. // Biotechnol. Rep. (Amst). 2019. V. 24 P. e00380. https://doi.org/10.1016/j.btre.2019.e00380
Песяк С.В. Действие селективного света на рост клеточных культур растения Artemisia annua L. // Вестник Томского гос. университета. Биология. 2010. № 2. С. 29.
Murashige T., Skoog F.A. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures // Physiol. Plant. 1962. V. 15. P. 473.
Grishchenko O.V., Subbotin E.P., Gafitskaya I.V., Vereshchagina Y.V., Burkovskaya E.V., Khrolenko Y.A., Grigorchuk V.P., Nakonechnaya O.V., Bulgakov V.P., Kulchin Y.N. Growth of micropropagated Solanum tuberosum L. plantlets under artificial solar spectrum and different mono- and polychromatic LED lights // Hortic. Plant J. 2022. V. 8. P. 205. https://doi.org/10.1016/j.hpj.2021.04.007
Yue W., Ming Q.L., Lin B., Rahman K., Zheng C.J., Han T., Qin L.P. Medicinal plant cell suspension cultures: pharmaceutical applications and high-yielding strategies for the desired secondary metabolites // Crit. Rev. Biotechnol. 2016. V. 36. P. 215. https://doi.org/10.3109/07388551.2014.923986
Калашникова Е.А., Киракосян Р.Н., Абубакаров Х.Г., Зайцева С.М. Влияние гормонального состава питательной среды и эндогенных полифенолов на формирование каллусной ткани Ipomoea batatas (L.) // Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии. 2022. № 11. С. 46.
De Silva A.E., Kadir M.A., Aziz M.A., Kadzimin S. Proliferation potential of 18-month-old callus of Ananas comosus L. cv. Moris. // Sci. World J. 2006. V. 6. P. 169. https://doi.org/10.1100/tsw.2006.34
Peeters A.J., Gerards W., Barendse G.W., Wullems G.J. In vitro flower bud formation in tobacco: interaction of hormones // Plant Physiol. 1991. V. 97. P. 402. https://doi.org/10.1104/PP.97.1.402
De Klerk G.J., Brugge J.T., Marinova S. Effectiveness of indoleacetic acid, indolebutyric acid and naphthaleneacetic acid during adventitious root formation in vitro in Malus ‘Jork 9’ // Plant Cell Tiss. Organ Cult. 1997. V. 49. P. 39. https://doi.org/10.1023/A:1005850222973
Grishchenko O.V., Grigorchuk V.P., Tchernoded G.K., Koren O.G., Bulgakov V.P. Callus culture of Scorzonera radiata as a new, highly productive and stable source of caffeoylquinic acids // Molecules. 2022. V. 27. P. 7989. https://doi.org/10.3390/molecules27227989
Vereshchagina Y.V., Bulgakov V.P., Grigorchuk V.P., Rybin V.G., Veremeichik G.N., Tchernoded G.K., Gorpenchenko T.Y., Koren O.G., Phan N.H.T., Minh N.T., Chau L.T., Zhuravlev Y.N. The rolC gene increases caffeoylquinic acid production in transformed artichoke cells // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2014. V. 98. P. 7773. https://doi.org/10.1007/s00253-014-5869-2
Томилова С.В., Ханды М.Т., Кочкин Д.В., Галишев Б.А., Клюшин А.Г., Носов А.М. Влияние синтетических аналогов ауксинов – 2,4-Д и α-НУК – на ростовые и биосинтетические характеристики суспензионной культуры клеток Tribulus terrestris L. // Физиология растений. 2020. Т. 67. С. 389. https://doi.org/10.31857/S001533032004017X
Khan T., Ullah M.A., Garros L., Hano C., Abbasi B.H. Synergistic effects of melatonin and distinct spectral lights for enhanced production of anti-cancerous compounds in callus cultures of Fagonia indica // J. Photochem. Photobiol. B. 2019. V. 190. P. 163. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2018.10.010
Han J., Miyamae Y., Shigemori H., Isoda H. Neuroprotective effect of 3,5-di-caffeoylquinic acid on SH-SY5Y cells and senescence-accelerated-prone mice 8 through the up-regulation of phosphoglycerate kinase-1 // Neurosci. 2010. V. 169. P. 1039. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2010.05.049
Matthews D.G., Caruso M., Alcazar Magana A., Wright K.M., Maier C.S., Stevens J.F., Gray N.E., Quinn J.F., Soumyanath A. Caffeoylquinic acids in Centella asiatica reverse cognitive deficits in male 5XFAD alzheimer’s disease model mice // Nutrients. 2020. V. 12. P. 3488. https://doi.org/10.3390/nu12113488