Effect of Mosaic Knockout of Phytoene Desaturase Gene NtPDS on Biosynthesis of Carotenoids in Nicotiana tabacum L.

A. V. Nezhdanova; Нежданова А. В.; M. A. Slugina; Слугина М. А.; A. V. Kulakova; Кулакова А. В.; A. M. Kamionskaya; Камионская А. М.; E. Z. Kochieva; Кочиева Е. З.; A. V Shchennikova; Щенникова А. В.

doi:10.31857/S001533032360033X

Влияние мозаичного нокаутирования гена фитоиндесатуразы NtPDS на биосинтез каротиноидов у Nicotiana tabacum L.

Авторы: Нежданова А.В.¹, Слугина М.А.¹, Кулакова А.В.¹, Камионская А.М.¹, Кочиева Е.З.¹, Щенникова А.В.¹
Учреждения:
1. Институт биоинженерии Федерального исследовательского центра Фундаментальные основы биотехнологии Российской академии наук
Выпуск: Том 70, № 6 (2023)
Страницы: 601-611
Раздел: ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
URL: https://journals.rcsi.science/0015-3303/article/view/232770
DOI: https://doi.org/10.31857/S001533032360033X
EDN: https://elibrary.ru/CXCKHG
ID: 232770

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Каротиноиды крайне важны как незаменимые участники фотосинтеза и фотозащиты, а также роста, развития и стрессовой реакции растений. Фермент фитоиндесатураза (PDS; EC 1.3.5.5) катализирует первую фазу десатурации 15-цис-фитоина (предшественника всех каротиноидов). В работе впервые исследовано влияние нокаута PDS в геноме Nicotiana tabacum L. с использованием системы CRISPR-Cas9 на активность нижестоящих генов пути биосинтеза каротиноидов. Получены девять трансгенных линий табака с мозаичным редактированием гена NtPDS – три варианта инделей (350^351→ins^g#, 350^351→ins^t# и t351→del(1nt)#) в области экзона II, приводящих к синтезу укороченной, нефункциональной версии белка. Линии характеризовались пятнистой, зелено-белой пигментацией листьев, изменениями времени инициации цветения и морфологических характеристик, а также снижением содержания каротиноидов и хлорофиллов в ткани листа. Продемонстрировано увеличение уровня транскриптов гена фитоинсинтазы NtPSY2 у позднецветущих линий в сравнении с контролем. Редактированная линия L29 с самым поздним цветением характеризовалась существенным подъемом уровня транскриптов нижестоящих структурных генов каротиногенеза. Снижение содержания каротиноидов в листьях мозаично редактированных растений сопровождалось падением уровня экспрессии MADS-box гена NtSEP1, продукт которого предположительно участвует в регуляции транскрипции генов биосинтеза каротиноидов. Полученные данные могут быть использованы для дальнейших исследований регуляции биосинтеза каротиноидов и апокаротиноидов у Пасленовых культур.

Ключевые слова

Nicotiana tabacum, CRISPR-Cas9, биосинтез каротиноидов, фитоиндесатураза, экспрессия генов

Список литературы

Maoka T. Carotenoids as natural functional pigments // J. Nat. Med. 2020. V. 74. P. 1. https://doi.org/10.1007/s11418-019-01364-x
Brausemann A., Gemmecker S., Koschmieder J., Ghisla S., Beyer P., Einsle O. Structure of phytoene desaturase provides insights into herbicide binding and reaction mechanisms involved in carotene desaturation. Structure // 2017. V. 25. P. 1222. https://doi.org/10.1016/j.str.2017.06.002
Demmig-Adams B., Adams W.W. Antioxidants in photosynthesis and human nutrition // Science. 2002. V. 298. P. 2149. https://doi.org/10.1126/science.1078002
Chen K., Li G.J., Bressan R.A., Song C.P., Zhu J.K., Zhao Y. Abscisic acid dynamics, signaling, and functions in plants // J. Integr. Plant Biol. 2020. V. 62. P. 25. https://doi.org/10.1111/jipb.12899
Mashiguchi K., Seto Y., Yamaguchi S. Strigolactone biosynthesis, transport and perception // Plant J. 2021. V. 105. P. 335. https://doi.org/10.1111/tpj.15059
Babu R., Rojas N.P., Gao S., Yan J., Pixley K. Validation of the effects of molecular marker polymorphisms in LcyE and CrtRB1 on provitamin A concentrations for 26 tropical maize populations // Theor. Appl. Genet. 2013. V. 126. P. 389. https://doi.org/10.1007/s00122-012-1987-3
Wagner T., Windhövel U., Römer S. Bansformation of tobacco with a mutated cyanobacterial phytoene desaturase gene confers resistance to bleaching herbicides // Z. Naturforsch. C. J. Biosci. 2002. V. 57. P. 671. https://doi.org/10.1515/znc-2002-7-821
Naing A.H., Kyu S.Y., Pe P.P.W., Park K.I., Lee J.M., Lim K.B., Kim C.K. Silencing of the phytoene desaturase (PDS) gene affects the expression of fruit-ripening genes in tomatoes // Plant Methods. 2019. V. 15: 110. https://doi.org/10.1186/s13007-019-0491-z
Dong T., Chen G., Tian S., Xie Q., Yin W., Zhang Y., Hu Z. A non-climacteric fruit gene CaMADS-RIN regulates fruit ripening and ethylene biosynthesis in climacteric fruit // PLoS One. 2014. V. 9: e95559. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0095559
Fujisawa M., Nakano T., Ito Y. Identification of potential target genes for the tomato fruit-ripening regulator RIN by chromatin immunoprecipitation // BMC Plant Biol. 2011. V. 11: 26. https://doi.org/10.1186/1471-2229-11-26
Li S., Xu H., Ju Z., Cao D., Zhu H., Fu D., Grierson D., Qin G., Luo Y., Zhu B. The RIN-MC fusion of MADS-box transcription factors has transcriptional activity and modulates expression of many ripening genes // Plant Physiol. 2018. V. 176. P. 891. https://doi.org/10.1104/pp.17.01449
Chen L., Li W., Katin-Grazzini L., Ding J., Gu X., Li Y., Gu T., Wang R., Lin X., Deng Z., McAvoy R.J., Gmitter F.G., Deng Z., Zhao Y., Li Y. A method for the production and expedient screening of CRISPR/Cas9-mediated non-transgenic mutant plants // Hortic. Res. 2018. V. 5: 13. https://doi.org/10.1038/s41438-018-0023-4
Bánfalvi Z., Csákvári E., Villányi V., Kondrák M. Generation of transgene-free PDS mutants in potato by Agrobacterium-mediated transformation // BMC Biotechnol. 2020. V. 20: 25. https://doi.org/10.1186/s12896-020-00621-2
Xu H., Xu L., Yang P., Cao Y., Tang Y., He G., Yuan S., Ming J. Tobacco rattle virus-induced PHYTOENE DESATURASE (PDS) and Mg-chelatase H subunit (ChlH) gene silencing in Solanum pseudocapsicum L. // PeerJ. 2018. V. 6: e4424. https://doi.org/10.7717/peerj.4424
Zhang L., Gase K., Baldwin I., Gális I. Enhanced fluorescence imaging in chlorophyll-suppressed tobacco tissues using virus-induced gene silencing of the phytoene desaturase gene // Biotechniques. 2010. V. 48. P. 125. https://doi.org/10.2144/000113345
DeBlasio S.L., Rebelo A.R., Parks K., Gray S.M., Heck M.C. Disruption of chloroplast function through downregulation of phytoene desaturase enhances the systemic accumulation of an aphid-borne, phloem-restricted virus // Mol. Plant Microbe Interact. 2018. V. 31. P. 1095. https://doi.org/10.1094/MPMI-03-18-0057-R
Jacobs T.B., LaFayette P.R., Schmitz R.J., Parrott W.A. Targeted genome modifications in soybean with CRISPR/Cas9 // BMC Biotechnology. 2015. V. 15: 16. https://doi.org/10.1186/s12896-015-0131-2
Nezhdanova A.V., Slugina M.A., Dyachenko E.A., Kamionskaya A.M., Kochieva E.Z., Shchennikova A.V. Analysis of the structure and function of the tomato Solanum lycopersicum L. MADS-box gene SlMADS5 // Vavilovskii Zhurnal Genet Selektsii. 2021. V. 25. P. 492. https://doi.org/10.18699/VJ21.056
Filyushin M.A., Dzhos E.A., Shchennikova A.V., Kochieva E.Z. Dependence of pepper fruit colour on basic pigments ratio and expression pattern of carotenoid and anthocyanin biosynthesis genes // Russian Journal of Plant Physiology. 2020. V. 67. P. 1054. https://doi.org/10.1134/S1021443720050040
Meugnier E., Rome S., Vidal H. Regulation of gene expression by glucose // Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 2007. V. 10. P. 518. https://doi.org/10.1097/MCO.0b013e3281298fef
Slugina M.A. Transcription factor RIPENING INHIBITOR and its homologs in regulation of fleshy fruit ripening of various plant species // Russian Journal of Plant Physiology. 2021. V. 68. P. 783. https://doi.org/10.1134/S1021443721050186
Castelán-Muñoz N., Herrera J., Cajero-Sánchez W., Arrizubieta M., Trejo C., García-Ponce B., Sánchez M.P., Álvarez-Buylla E.R., Garay-Arroyo A. MADS-box genes are key components of genetic regulatory networks involved in abiotic stress and plastic developmental responses in plants // Front. Plant Sci. 2019. V. 10: 853. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.00853
Zhang Y., Cai W., Wang A., Huang X., Zheng X., Liu Q., Cheng X., Wan M., Lv J., Guan D., Yang S., He S. MADS-box protein AGL8 interacts with chromatin-remodeling component SWC4 to activate thermotolerance and environment-dependent immunity in pepper // J. Exp. Bot. 2023. erad092. https://doi.org/10.1093/jxb/erad092
Cazzonelli C.I., Pogson B.J. Source to sink: regulation of carotenoid biosynthesis in plants // Trends Plant Sci. 2010. V. 15. P. 266. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2010.02.003
Quian-Ulloa R., Stange C. Carotenoid Biosynthesis and Plastid Development in Plants: The Role of Light // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22: 1184. https://doi.org/10.3390/ijms22031184
Yan P., Gao X.Z., Shen W.T., Zhou P. Cloning and expression analysis of phytoene desaturase and ζ-carotene desaturase genes in Carica papaya // Mol. Biol. Rep. 2011. V. 38. P. 785. https://doi.org/10.1007/s11033-010-0167-2
Cui Y., Zhao J., Gao Y., Zhao R., Zhang J., Kong L. Efficient multi-sites genome editing and plant regeneration via somatic embryogenesis in Picea glauca // Front. Plant Sci. 2021. V. 12: 751891. https://doi.org/10.3389/fpls.2021.751891
Shu K., Luo X., Meng Y., Yang W. Toward a molecular understanding of abscisic acid actions in floral transition // Plant Cell Physiol. 2018. V. 59. P. 215. https://doi.org/10.1093/pcp/pcy007
Song Y.H., Ito S., Imaizumi T. Flowering time regulation: photoperiod- and temperature-sensing in leaves // Trends Plant Sci. 2013. V. 18. P. 575. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2013.05.003
Yang G., Li W., Fan C., Liu M., Liu J., Liang W., Wang L., Di S., Fang C., Li H., Ding G., Bi Y., Lai Y. Genome-wide association study uncovers major genetic loci associated with flowering time in response to active accumulated temperature in wild soybean population // BMC Genomics. 2022. V. 23: 749. https://doi.org/10.1186/s12864-022-08970-2
Parenicová L., de Folter S., Kieffer M., Horner D.S., Favalli C., Busscher J., Cook H.E., Ingram R.M., Kater M.M., Davies B., Angenent G.C., Colombo L. Molecular and phylogenetic analyses of the complete MADS-box transcription factor family in Arabidopsis: new openings to the MADS world // Plant Cell. 2003. V. 15. P. 1538. https://doi.org/10.1105/tpc.011544
Li X., Yu B., Wu Q., Min Q., Zeng R., Xie Z., Huang J. OsMADS23 phosphorylated by SAPK9 confers drought and salt tolerance by regulating ABA biosynthesis in rice // PLoS Genet. 2021. V. 17: e1009699. https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1009699
Zhao P.X., Zhang J., Chen S.Y., Wu J., Xia J.Q., Sun L.Q., Ma S.S., Xiang C.B. Arabidopsis MADS-box factor AGL16 is a negative regulator of plant response to salt stress by downregulating salt-responsive genes // New Phytol. 2021. V. 232. P. 2418. https://doi.org/10.1111/nph.17760