Са2+-зависимая регуляция протонной проницаемости внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина
- Авторы: Шугаев А.Г.1, Буцанец П.А.1, Шугаева Н.А.1
-
Учреждения:
- Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наук
- Выпуск: Том 70, № 4 (2023)
- Страницы: 372-381
- Раздел: ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
- URL: https://journals.rcsi.science/0015-3303/article/view/139778
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0015330322600814
- EDN: https://elibrary.ru/PZENWD
- ID: 139778
Цитировать
Аннотация
Изучено влияние экзогенного Са2+ на дыхание, генерацию мембранного потенциала, изменение объема и проницаемость для протонов внутренней мембраны митохондрий, выделенных из семядолей этиолированных проростков люпина узколистного (Lupinus angustifolius L.). Используемые в работе митохондрии характеризовались прочным сопряжением процессов окисления и фосфорилирования. Высокая функциональная активность митохондрий подтверждалась их способностью генерировать при окислении сукцината трансмембранный градиент протонов на внутренней мембране (мембранный потенциал или ∆Ψ), а также устойчиво поддерживать его в течение длительного времени, как за счет работы электрон-транспортной цепи, так и за счет гидролиза АТФ в условиях анаэробиоза. Показано, что присутствие 60–120 мкМ СаСl2 в среде инкубации митохондрий не оказывало существенного влияния на скорость окисления сукцината и параметры окислительного фосфорилирования, однако индуцировало диссипацию ∆Ψ в условиях исчерпания кислорода в среде инкубации. Максимально полное удаление Са2+ из среды в присутствии хелаторов (ЭГТА, ЭДТА) предотвращало сброс мембранного потенциала. Са2+-зависимая деполяризация внутренней мембраны ингибировалась дитиотрейтолом, что предполагает участие в этом процессе активных форм кислорода. Сброс мембранного потенциала не сопровождался набуханием митохондрий и не был чувствителен к циклоспорину А. С использованием металлохромного Са2+-индикатора арсеназо III, было показано, что митохондрии семядолей люпина способны активно поглощать экзогенный Са2+ и накапливать его в матриксе. Са2+-индуцируемая диссипация ∆Ψ в условиях анаэробиоза сопровождалась выходом Са2+ из митохондрий, скорость которого резко возрастала в присутствии кальциевого ионофора А23 (А23187). Предполагается, что накопление Са2+ и повышение уровня активных форм кислорода в матриксе, индуцирует в условиях анаэробиоза обратимую пермеабилизацию внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина, которая обусловлена открытием поры неспецифической проницаемости в состоянии низкой проводимости, проницаемой для протонов и, возможно, для других небольших катионов (Na+, K+, Ca2+).
Об авторах
А. Г. Шугаев
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растенийим. К.А. Тимирязева Российской академии наук
Email: fizrast@mail.ru
Россия, Москва
П. А. Буцанец
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растенийим. К.А. Тимирязева Российской академии наук
Email: fizrast@mail.ru
Россия, Москва
Н. А. Шугаева
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Институт физиологии растенийим. К.А. Тимирязева Российской академии наук
Автор, ответственный за переписку.
Email: fizrast@mail.ru
Россия, Москва
Список литературы
- Azzolin L., von Stockum S., Basso E., Petronilli V., Forte M.A., Bernardi P. The mitochondrial permeability transition from yeast to mammals // FEBS Lett. 2010. V. 584. P. 2504. https://doi.org/10.1016/j.febslet.2010.04.023
- Bernardi P., Rasola A., Forte M., Lippe G. The mitochondrial permeability transition pore: channel formation by F-ATP synthase, integration in signal transduction, and role in pathophysiology // Physiol. Rev. 2015. V. 95. P. 111. https://doi.org/10.1152/physrev.00001.2015
- Vercesi A., Castilho R.F., Kowaltowski A., de Oliveira H.C.F., de Souza-Pinto N.C., Figuella T.R., Busanello E.N.B. Mitochondrial calcium transport and the redox nature of the calcium-induced membrane permeability transition // Free Radical Biol. Med. 2018. V. 129. P. 1. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiolmed.2018.08.034
- Ichas F., Mazat J.-P. From calcium signaling to cell death: two conformations for the mitochondrial permeability transition pore. Switching from low- to high-conductance state // Biochim. Biophys. Acta. 1998. V. 1366. P. 33.
- Sileikyte J., Forte M. The mitochondrial permeability transition in mitochondrial disorders // Oxidative medicine and cellular longevity. 2019. art. ID 3403075. https://doi.org/10.1155/2019/3403075
- Tajeddine N. How do reactive oxygen species and calcium trigger mitochondrial membrane permeabilisation? // Biochim. Biophys. Acta. 2016. V. 1860. P. 1079. https://doi.org/10.1016/j.bbagen.2016.02.013
- Zancani M., Casolo V., Petrussa E., Peresson C., Patui S., Bertolini A., De Col V., Braidot E., Boscuttiand F., Vianello A. The permeability transition in plant mitochondria: the missing link // Front.Plant Sci. 2015. V. 6. Art. 1120. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.01120
- Fortes F., Castilho R.F., Catisti R., Carnieri E., Vercesi A.E. Ca2+ induces a cyclosporin A-insensitive permeability transition pore in isolated potato tuber mitochondria mediated by reactive oxygen species // J. Bioenerg. Biomembr. 2001. V. 33. P. 43. https://doi.org/10.1023/A:1005672623709
- Arpagaus S., Rawyler A., Braendle R. Occurrence and characteristics of the mitochondrial permeability transition in plants // J. Biol. Chem. 2002. V. 277. P. 1780. https://doi.org/10.1074/jbc.M109416200
- Virolainen E., Blokhina О., Fagersted K. Ca2+-induced high amplitude swelling and cytochrome c release from wheat (Triticum aestivum L.) mitochondria under anoxic stress // Ann. Bot. 2002. V. 90. P. 509. https://doi:101093/aob/mcf221
- Martins I.S., Vercesi A.E. Some characteristics of Ca2+ transport in plant mitochondria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1985. V. 129. P. 943. https://doi.org/10.1016/0006-291X(85)91982-5
- De Col V., Petrussa E., Casolo V., Braidot E., Lippe G., Filippo A., Peresson C., Bertolini A., Giorgio V., Checcgttto V., Vianello A., Bernardi P., Zancani M. Properties of the permeability transition of pea steam mitochondria // Front. Physiol. 2018. V. 9. P. 1626. https://doi.org/10.3389/fphys.2018.01626
- Petrussa E., Casolo V., Peresson C., Braidot E., Vianello A., Macri F. The K+ ATP channel is involved in a low-amplitude permeability transition in plant mitochondria // Mitochondrion. 2004. V. 3. P. 297. https://doi.org/10.1016/j.mito.2004.01.002
- Шугаев А.Г., Буцанец П.А., Шугаева Н.А. Салициловая кислота индуцирует протонную проницаемость внутренней мембраны митохондрий семядолей люпина // Физиология растений. 2016. Т. 63. С. 765. https://doi.org/10.7868/S0015330316060099
- Буцанец П.А., Шугаева Н.А., Шугаев А.Г. Влияние мелатонина и салициловой кислоты на генерацию АФК митохондриями семядолей люпина // Физиология растений. 2021. Т. 68. С. 421. https://doi.org/10.31857/S0015330321040035
- Шугаев А.Г., Буцанец П.А., Андреев И.М., Шугаева Н.А. Влияние салициловой кислоты на метаболическую активность митохондрий растений // Физиология растений. 2014. Т. 61. С. 555. https://doi.org/10.7868/S0015330314040186
- Chance B., Williams G.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation // Adv. Enzymol. 1956. V. 17. P. 65.
- Bredford M.M. A rapid and sensitive method the quantitation of microgram quatities of protein utilizing the principle of protein-die binding // Anal. Biochem. 1976. V. 72. P. 248. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3
- Moore A.L., Bonner W.D. Measurements of membrane potentials in plant mitochondria with the safranine method // Plant Physiol. 1982. V. 70. P. 415. https://doi.org/10.1104/pp.70.5.1271
- Scarpa A. Measurements of cation transport with metallochromic indicators // Met. Enzymol. 1979. V. 56. P. 301. https://doi.org/10.1016/0076-6879(79)56030-3
- Silva M.A.P., Carnieri E.G.S., Vercesi A. Calcium transport by corn mitochondria // Plant Physiol. 1992. V. 98. P. 452. https://doi.org/10.1104/pp.98.2.452
- Curtis M.J., Wolpert T.J. The oat mitochondrial permeability transition and its implication in victorin binding and induced cell death // Plant J. 2002. V. 23. P. 295. http://doi.org/101046/j.0960-7412.2001.01213.x
- Deryabina Y.I., Bazhenova E.N., Saris N.-E.L., Zvyagilskaya R.A. Ca2+ efflux in mitochondria from the yeast Endomyces magnusii // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 47801. https://doi.org/10.1074/jbc.M103685200
- Wagner S., De Bortoli S., Schwarzlander M., Szabo I. Regulation of mitochondrial calcium in plants versus animals // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 3809. https://doi.org/10.1093/jxb/erw100
- Akerman K.E.G., Moore A.L. Phosphate dependent, ruthenium red insensitive Ca2+ uptake in mung bean mitochondria // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1983. V. 114. P. 1176. https://doi.org/10.1016/0006-291x(83)90686-1
- Blokhina O.B., Chirkova T.V., Fagerstedt K.V. Anoxic stress leads to hydrogen peroxide formation in plant cells // J. Exp. Bot. 2001. V. 52. P. 1179. https://doi.org/10.1093/jexbot/52.359.1179
- Chavez E., Melendes E., Zazueta C., Reyes-Vivas H., Perales S.G. Membrane permeability transition as induced by dysfunction of the electron transport chain // Biochem. Mol. Biol. Int. 1997. V. 41. P. 961. https://doi.org/10.1080/15216549700202021
- Bernardi P. The mitochondrial permeability transition pore: a mystery solved? // Front. Fhysiol. 2013. V. 4. Art. 95. https://doi.org/10.3389/fphys.2013.00095
- Bernardi P., Petronilli V. The permeability transition pore as a mitochondrial calcium release channel: a critical appraisal // J. Bioenerg. Biomembr. 1996. V. 28. P. 131. https://doi.org/10.1007/BF02110643
- Huser J., Blatter L. Fluctuation in mitochondrial membrane potential caused by repetitive gating of the permeability transition pore // Biochem J. 1999. V. 343. P. 311. https://doi.org/10.1042/bj3430311
- De Marchi E., Bonora M., Giorgi C., Pinton P. The mitochondrial permeability transition pore is a dispensable element for mitochondrial calcium efflux // Cell Calcium. 2014. V. 56. P. 1. https://doi.org/10.1016/j.ceca.2014.03.004
![](/img/style/loading.gif)