Биохимический состав клеток Euglena gracilis при миксотрофном росте в присутствии различных органических субстратов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Проведено исследование общего биохимического состава и профиля низкомолекулярных метаболитов клеток эвглены (Euglena gracilis Klebs.), растущих в миксотрофной культуре с добавлением 0.5% этанола, глюкозы, бутанола, глицина или глицерина. Этанол и глюкоза существенно стимулировали рост культуры эвглены и накопление в клетках запасных соединений (парамилона и восковых эфиров). Бутанол также способствовал делению клеток эвглены и усилению биосинтеза белка, моно- и дисахаридов, каротиноидов и токоферолов. Глицин и глицерин усваивались медленнее, чем другие субстраты, и накапливались в клетках E. gracilis вместе со своими непосредственными производными. Глицин не стимулировал рост культуры, но вызывал накопление в клетках парамилона, органических кислот цикла Кребса и азотсодержащих метаболитов (хлорофилла, свободных аминокислот и азотистых оснований). По-видимому, в условиях миксотрофии глицин одинаково эффективно используется эвгленой как дополнительный источник и углерода, и азота. Усвоение глицерина сопровождалось накоплением в клетках эвглены восковых эфиров, а также аминокислот пролина и орнитина. В целом, полученные результаты демонстрируют способность эвглены существенно перестраивать свой метаболизм при усвоении органических субстратов различной химической природы. Данные могут быть использованы в контексте прикладного применения E. gracilis.

Об авторах

Е. И. Гулк

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: elena.tarakhovskaya@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

Е. Б. Замяткина

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: elena.tarakhovskaya@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург

К. Биркемайер

Университет Лейпцига

Email: elena.tarakhovskaya@gmail.com
Германия, Лейпциг

Е. Р. Тараховская

Санкт-Петербургский государственный университет; Санкт-Петербургский филиал Института общей генетики им. Н.И. Вавилова Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: elena.tarakhovskaya@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург; Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Buetow D.E. Euglena // Encyclopedia of life sciences (ELS). Chichester: John Wiley and Sons, Ltd, 2011. P. 1. https://doi.org/10.1002/9780470015902.a0001964.pub3
  2. Murray D.R., Giovanelli J., Smillie R.M. Photoassimilation of glycolate, glycine and serine by Euglena gracilis // J. Protozool. 1970. V. 17. P. 99. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1970.tb05165.x
  3. Hosotani K., Ohkochi T., Inui H., Yokota A., Nakano Y., Kitaoka S. Photoassimilation of fatty acids, fatty alcohols and sugars by Euglena gracilis Z // Microbiology. 1988. V. 134. P. 61. https://doi.org/10.1099/00221287-134-1-61
  4. Garlaschi F.M., Garlaschi A.M., Lombardi A., Forti G. Effect of ethanol on the metabolism of Euglena gracilis // Plant Sci. Lett. 1974. V. 2. P. 29. https://doi.org/10.1016/0304-4211(74)90035-2
  5. Ogbonna J.C., Ichige E., Tanaka H. Interactions between photoautotrophic and heterotrophic metabolism in photoheterotrophic cultures of Euglena gracilis // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 58. P. 532. https://doi.org/10.1007/s00253-001-0901-8
  6. Barsanti L., Gualtieri P. Anatomy of Euglena gracilis // Handbook of algal science, technology and medicine / Ed. O. Konur. NY: Academic Press, 2020. P. 61. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-818305-2.00004-8
  7. Klein S., Schiff J.A., Holowinsky A.W. Events surrounding the early development of Euglena chloroplasts: II. Normal development of fine structure and the consequences of preillumination // Developmental Biology. 1972. V. 28. P. 253. https://doi.org/10.1016/0012-1606(72)90142-X
  8. Cunningham Jr.F.X., Schiff J.A. Chlorophyll-protein complexes from Euglena gracilis and mutants deficient in chlorophyll b: I. Pigment composition // Plant Physiol. 1986. V. 80. P. 223. https://doi.org/10.1104/pp.80.1.223
  9. Barsanti L., Vismara R., Passarelli V. Paramylon (β-1,3-glucan) content in wild type and WZSL mutant of Euglena gracilis. Effects of growth conditions // J. Appl. Phycol. 2001. V. 13. P. 59. https://doi.org/10.1023/A:1008105416065
  10. Inui H., Ishikawa T., Tamoi M. Wax ester fermentation and its application for biofuel production // Euglena: biochemistry, cell and molecular biology / Eds. S. Schwartzbach, S. Shigeoka. Springer International Publishing AG, 2017. P. 269
  11. Oda Y., Miyatake K., Kitaoka S. Inability of Euglena gracilis Z to utilize nitrate, nitrite and urea as the nitrogen sources // Bulletin of the University of Osaka Prefecture. Ser. B, Agriculture and biology. 1979. V. 31. P. 43. https://doi.org/10.24729/00009403
  12. Watanabe F., Yoshimura K., Shigeoka S. Biochemistry and physiology of vitamins in Euglena // Euglena: biochemistry, cell and molecular biology / Eds. S. Schwartzbach, S. Shigeoka. Springer International Publishing AG, 2017. P. 65. https://doi.org/10.1007/978-3-319-54910-1_5
  13. Furuhashi T., Ogawa T., Nakai R., Nakazawa M., Okazawa A., Padermschoke A., Nishio K., Hirai M.Y., Arita M., Ohta D. Wax ester and lipophilic compound profiling of Euglena gracilis by gas chromatography-mass spectrometry: toward understanding of wax ester fermentation under hypoxia // Metabolomics. 2015. V. 11. P. 175. https://doi.org/10.1007/s11306-014-0687-1
  14. Gissibl A., Sun A., Care A., Nevalaine H., Sunna A. Bioproducts from Euglena gracilis: synthesis and applications // Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 2019. V. 7. P. 108. https://doi.org/10.3389/fbioe.2019.00108
  15. Mokrosnop V.M. Dynamics of chlorophyll and paramylon accumulation in Euglena gracilis cells at mixotrophic cultivation // Studia Biologica. 2016. V. 10. P. 141. https://doi.org/10.30970/sbi.1002.483
  16. Oda Y., Nakano Y., Kitaoka S. Utilization and toxicity of exogenous amino acids in Euglena gracilis // Microbiology. 1982. V. 128. P. 853. https://doi.org/10.1099/00221287-128-4-853
  17. Puzanskiy R.K., Shavarda A.L., Tarakhovskaya E.R., Shishova M.F. Analysis of metabolic profile of Chlamydomonas reinhardtii cultivated under autotrophic conditions // Appl. Biochem. Microbiol. 2015. V. 51. P. 83. https://doi.org/10.1134/S0003683815010135
  18. Birkemeyer C., Osmolovskaya N., Kuchaeva L., Tarakhovskaya E. Distribution of natural ingredients suggests a complex network of metabolic transport between source and sink tissues in the brown alga Fucus vesiculosus // Planta. 2019. V. 249. P. 377. https://doi.org/10.1007/s00425-018-3009-4
  19. Matsuda F., Hayashi M., Kondo A. Comparative profiling analysis of central metabolites in Euglena gracilis under various cultivation conditions // Biosci. Biotechnol. Biochem. 2011. V. 75. P. 2253. https://doi.org/10.1271/bbb.110482
  20. Zeng M., Hao W., Zou Y., Shi M., Jiang Y., Xiao P., Lei A., Hu Z., Zhang W., Zhao L., Wang J. Fatty acid and metabolomic profiling approaches differentiate heterotrophic and mixotrophic culture conditions in a microalgal food supplement “Euglena” // BMC Biotechnol. 2016. V. 16. P. 1. https://doi.org/10.1186/s12896-016-0279-4
  21. Shao Q., Hu L., Qin H., Liu Y., Tang X. Metabolomic response of Euglena gracilis and its bleached mutant strain to light // PLoS One. 2019. V. 14: e0224926. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0224926
  22. Cramer M., Myers J. Growth and photosynthetic characteristics of Euglena gracilis // Archiv. Mikrobiol. 1952. V. 17. P. 384. https://doi.org/10.1007/BF00410835
  23. Hewitt B.R. Spectrophotometric determination of total carbohydrate // Nature. 1958. V. 182. P. 246. https://doi.org/10.1038/182246b0
  24. Jeffrey S.W., Humphrey G.F. New spectrophotometric equations for determining chlorophylls a, b, c1 and c2 in higher plants, algae and natural phytoplankton // Biochem. Physiol. Pflanz. 1975. V. 167. P. 191. https://doi.org/10.1016/S0015-3796(17)30778-3
  25. Lichtenthaler H.K., Wellburn A.R. Determinations of total carotenoids and chlorophylls a and b of leaf extracts in different solvents // Biochem. Soc. Trans. 1983. V. 11. P. 591. https://doi.org/10.1042/bst0110591
  26. Bolling C., Fiehn O. Metabolite profiling of Chlamydomonas reinhardtii under nutrient deprivation // Plant Physiol. 2005. V. 139. P. 1995. https://doi.org/10.1104/pp.105.071589
  27. Hutschenreuther A., Kiontke A., Birkenmeier G., Birkemeyer C. Comparison of extraction conditions and normalization approaches for cellular metabolomics of adherent growing cells with GC-MS // Anal. Methods. 2012. V. 4. P. 1953. https://doi.org/10.1039/c2ay25046b
  28. Kovats E. Gas-chromatographische charakterisierung organischer verbindungen. Teil 1: retentionsindices aliphatischer halogenide, alkohole, aldehyde und ketone // Helv. Chim. Acta. 1958. V. 41. P. 1915. https://doi.org/10.1002/hlca.19580410703
  29. Kopka J., Schauer N., Krueger S., Birkemeyer C., Usadel B., Bergmüller E., Dörmann P., Weckwerth W., Gibon Y., Stitt M., Willmitzer L., Fernie A.R., Steinhauser D. GMD@CSB.DB: the Golm Metabolome Database // Bioinformatics. 2005. V. 21. P. 1635. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bti236
  30. Rolfe M.D., Rice C.J., Lucchini S., Pin C., Thompson A., Cameron A.D., Alston M., Stringer M.F., Betts R.P., Baranyi J., Peck M.W., Hinton J.C. Lag phase is a distinct growth phase that prepares bacteria for exponential growth and involves transient metal accumulation // J. Bacteriol. 2012. V. 194. P. 686. https://doi.org/10.1128/JB.06112-11
  31. Puzanskiy R., Tarakhovskaya E., Shavarda A., Shishova M. Metabolomic and physiological changes of Chlamydomonas reinhardtii (Chlorophyceae, Chlorophyta) during batch culture development // J. Appl. Phycol. 2018. V. 30. P. 803. https://doi.org/10.1007/s10811-017-1326-9
  32. Ono K., Kawanaka Y., Izumi Y., Inui H., Miyatak K., Kitao S., Nakano Y. Mitochondrial alcohol dehydrogenase from ethanol-grown Euglena gracilis // J. Biochem. 1995. V. 117. P. 1178. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a124841
  33. Cuenca M.D.S., Roca A., Molina-Santiago C., Duque E., Armengaud J., Gómez-Garcia M.R., Ramos J.L. Understanding butanol tolerance and assimilation in Pseudomonas putida BIRD-1: an integrated omics approach // Microb. Biotechnol. 2016. V. 9. P. 100. https://doi.org/10.1111/1751-7915.12328
  34. Neilson A.H., Lewin R.A. The uptake and utilization of organic carbon by algae: an essay in comparative biochemistry // Phycologia. 1974. V. 13. P. 227. https://doi.org/10.2216/i0031-8884-13-3-227.1
  35. Perez-Garcia O., Escalante F.M.E., de-Bashan L.E., Bashan Y. Heterotrophic cultures of microalgae: Metabolism and potential products // Water research. 2011. V. 45. P. 11. https://doi.org/10.1016/J.WATRES.2010.08.037
  36. Khanra A., Rai M.P. Evaluation of mixotrophic cultivation of Euglena gracilis for lipid synthesis and FAME characterization towards biodiesel application // J. Sci. Ind. Res. 2018. V. 77. P. 359.
  37. Aral B., Kamoun P. The proline biosynthesis in living organisms // Amino Acids. 1997. V. 13. P. 189. https://doi.org/10.1007/BF01372588
  38. Hurlbert R.E., Rittenberg S.C. Glucose metabolism of Euglena gracilis var. bacillaris; growth and enzymatic studies // J. Protozool. 1962. V. 9. P. 170. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1962.tb02602.x
  39. Buetow D.E. Amino acids as nitrogen sources for the growth of Euglena gracilis and Astasia longa // J. Protozool. 1966. V. 13. P. 585. https://doi.org/10.1111/j.1550-7408.1966.tb01967.x
  40. Kempner E.S., Miller J.H. The molecular biology of Euglena gracilis. III. General carbon metabolism // Biochemistry. 1965. V. 4. P. 2735. https://doi.org/10.1021/bi00888a025

Дополнительные файлы


© Е.И. Гулк, Е.Б. Замяткина, К. Биркемайер, Е.Р. Тараховская, 2023

Данный сайт использует cookie-файлы

Продолжая использовать наш сайт, вы даете согласие на обработку файлов cookie, которые обеспечивают правильную работу сайта.

О куки-файлах