Advances in Chemical PhysicsAdvances in Chemical PhysicsФизиология растений0015-33033034-624XThe Russian Academy of Sciences26947010.31857/S0015330324050063MMWLYHЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleСверхэкспрессия гена AtOPR3 в пшенице стимулирует образование летучих метаболитов гидропероксидлиазной ветви биосинтеза оксилипиновСверхэкспрессия гена AtOPR3 в пшенице стимулирует образование летучих метаболитов гидропероксидлиазной ветви биосинтеза оксилипиновДегтярёваВ. И.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruМирошниченкоД. Н.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruПиголевА. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruДегтярёвЕ. А.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruТебинаЕ. М.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruСтрельцоваП. С.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruДолговС. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruСавченкоТ. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruИнститут фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”Филиал Института биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наукФедеральное государственное бюджетное образовательное учреждение высшего образования “Тульский государственный университет”Филиал Института биоорганической химии имени академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова Российской академии наукИнститут фундаментальных проблем биологии, Федеральный исследовательский центр “Пущинский научный центр биологических исследований Российской академии наук”15092024715Генетическая инженерия растений – достижения и перспективы5695791111202411112024Copyright ©; 2024, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2024, Российская академия наук2024Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://journals.rcsi.science/0015-3303/article/view/269470

Алленоксидсинтазная (AOS) и гидропероксидлиазная (HPL) ветви пути биосинтеза оксилипинов ведут к образованию разных продуктов из одного субстрата – 13-гидроперокси-(9,11,15)-октадекатриеновой кислоты (13-ГПОТ). До сих пор остается неизвестным, как у растений регулируется распределение 13-ГПОТ субстрата между этими ветвями, как метаболиты каждой ветви влияют на активность параллельной ветви. В данной работе была исследована активность HPL ветви в листьях мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) сорта Саратовская-60, а также полученных на ее основе трансгенных растений со сверхэкспрессией гена биосинтеза жасмонатов из Arabidopsis thaliana AtOPR3 (12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE 3). В ходе исследований выявлено высокое содержание метаболитов HPL ветви в листьях, что свидетельствует о высокой активности HPL пути биосинтеза оксилипинов у пшеницы. Показано, что сверхэкспрессия гена AtOPR3 приводит к повышению содержания метаболитов HPL ветви в листьях, в первую очередь цис-3-гексеналя, а также к изменению профиля летучих соединений HPL ветви, выделяемых поврежденными растениями. После механического повреждения листья трансгенной пшеницы со сверхэкспрессией AtOPR3 выделяют больше цис-3-гексенола и цис-3-гексенил ацетата, но меньше транс-2-гексеналя в сравнении с нетрансгенными растениями. Изменения содержания метаболитов HPL ветви в листовых тканях и в смеси выделяемых летучих соединений проявляются ярче в трансгенных линиях с более высоким уровнем экспрессии AtOPR3. Таким образом, впервые показано, что генетическая модификация AOS ветви биосинтеза оксилипинов приводит к изменению активности HPL ветви в растениях пшеницы.

Алленоксидсинтазная (AOS) и гидропероксидлиазная (HPL) ветви пути биосинтеза оксилипинов ведут к образованию разных продуктов из одного субстрата – 13-гидроперокси-(9,11,15)-октадекатриеновой кислоты (13-ГПОТ). До сих пор остается неизвестным, как у растений регулируется распределение 13-ГПОТ субстрата между этими ветвями, как метаболиты каждой ветви влияют на активность параллельной ветви. В данной работе была исследована активность HPL ветви в листьях мягкой пшеницы (Triticum aestivum L.) сорта Саратовская-60, а также полученных на ее основе трансгенных растений со сверхэкспрессией гена биосинтеза жасмонатов из Arabidopsis thaliana AtOPR3 (12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE 3). В ходе исследований выявлено высокое содержание метаболитов HPL ветви в листьях, что свидетельствует о высокой активности HPL пути биосинтеза оксилипинов у пшеницы. Показано, что сверхэкспрессия гена AtOPR3 приводит к повышению содержания метаболитов HPL ветви в листьях, в первую очередь цис-3-гексеналя, а также к изменению профиля летучих соединений HPL ветви, выделяемых поврежденными растениями. После механического повреждения листья трансгенной пшеницы со сверхэкспрессией AtOPR3 выделяют больше цис-3-гексенола и цис-3-гексенил ацетата, но меньше транс-2-гексеналя в сравнении с нетрансгенными растениями. Изменения содержания метаболитов HPL ветви в листовых тканях и в смеси выделяемых летучих соединений проявляются ярче в трансгенных линиях с более высоким уровнем экспрессии AtOPR3. Таким образом, впервые показано, что генетическая модификация AOS ветви биосинтеза оксилипинов приводит к изменению активности HPL ветви в растениях пшеницы.

Triticum aestivumгидропероксидлиазажасмонатыпшеница12-оксофитодиеноатредуктазаРоссийский Научный ФондRussian Science Foundation22-16-00047Matsui K. Green leaf volatiles: hydroperoxide lyase pathway of oxylipin metabolism // Curr. Opin. Plant Biol. 2006. V. 9. P. 274.Sarang K., Rudziński K.J., Szmigielski R. Green leaf volatiles in the atmosphere – properties, transformation, and significance // Atmosphere. 2021. V. 12. P. 1655. https:www.mdpi.com/2073-4433/12/12/1655Savchenko T., Yanykin D., Khorobrykh A., Terentyev V., Klimov V., Dehesh K. The hydroperoxide lyase branch of the oxylipin pathway protects against photoinhibition of photosynthesis // Planta. 2017. V. 245. P. 1179. https:doi.org/10.1007/s00425-017-2674-zScala A., Mirabella R., Mugo C., Matsui K., Haring M.A., Schuurink R.C. E-2-hexenal promotes susceptibility to Pseudomonas syringae by activating jasmonic acid pathways in Arabidopsis // Front. Plant Sci. 2013. V. 4. P. 74. https:doi.org/10.3389/fpls.2013.00074Su Q., Yang F., Zhang Q., Tong H., Hu Y., Zhang X., Xie W., Wang S., Wu Q., Zhang Y. Defence priming in tomato by the green leaf volatile (Z)-3-hexenol reduces whitefly transmission of a plant virus // Plant Cell Environ. 2020. V. 43. P. 2797. https:doi: 10.1111/pce.13885.Ameye M., Allmann S., Verwaeren J., Smagghe G., Haesaert G., Schuurink R.C., Audenaert K. Green leaf volatile production by plants: a meta-analysis // New Phytol. 2018. V. 220. P. 666. https:doi.org/10.1111/nph.14671Hamilton-Kemp T.R., McCracken C.T.Jr., Loughrin J.H., Andersen R.A., Hildebrand D.F. Effects of some natural volatile compounds on the pathogenic fungi Alternaria alternata and Botrytis cinerea // J. Chem. Ecol. 1992. V. 18. P. 1083.Savchenko T.V., Zastrijnaja O.M., Klimov V.V. Oxylipins and plant abiotic stress resistance // Biochem. (Moscow). 2014. V. 79. P. 362.Engelberth M., Selman S.M., Engelberth J. In-cold exposure to z-3-hexenal provides protection against ongoing cold stress in Zea mays // Plants. 2019. V. 8. P. 165. https:www.mdpi.com/2223-7747/8/6/165Yamauchi Y., Kunishima M., Mizutani M., Sugimoto Y. Reactive short-chain leaf volatiles act as powerful inducers of abiotic stress-related gene expression // Sci. Rep. 2015. V. 5. P. 8030.Tian S., Guo R., Zou X., Zhang X., Yu X., Zhan Y., Ci D., Wang M., Wang Y., Si T. Priming with the green leaf volatile (Z)-3-hexeny-1-yl acetate enhances salinity stress tolerance in peanut (Arachis hypogaea L.) seedlings // Front. Plant Sci. 2019. V. 10. P. 785.Wasternack C., Song S. Jasmonates: biosynthesis, metabolism, and signaling by proteins activating and repressing transcription // J. Exp. Bot. 2017. V. 68. P. 1303. https:doi: 10.1093/jxb/erw443Rustgi S., Springer A., Kang C., Von Wettstein D., Reinbothe C., Reinbothe S., Pollmann S. Allene oxide synthase and hydroperoxide lyase, two non-canonical cytochrome P450s in Arabidopsis thaliana and their different roles in plant defense // Inter. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 3064. https:doi.org/10.3390/ijms20123064Wang R., Shen W., Liu L., Jiang L., Liu Y., Su N., Wan J. A novel lipoxygenase gene from developing rice seeds confers dual position specificity and responds to wounding and insect attack // Plant Mol. Biol. 2008. V. 66. P. 401. https:doi: 10.1007/s11103-007-9278-0Mochizuki S., Sugimoto K., Koeduka T., Matsui K. Arabidopsis lipoxygenase 2 is essential for formation of green leaf volatiles and five-carbon volatiles // FEBS Letters. 2016. V. 590. P. 1017. https:febs.onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/ 1873-3468.12133Toporkova Y.Y., Askarova E.K., Gorina S.S., Mukhtarova L.S., Grechkin A.N. Oxylipin biosynthesis in spikemoss Selaginella moellendorffii: Identification of allene oxide synthase (CYP74L2) and hydroperoxide lyase (CYP74L1) // Phytochem. 2022. V. 195. P. 113051. https:doi.org/10.1016/j.phytochem.2021.113051Lee D.S., Nioche P., Hamberg M., Raman C.S. Structural insights into the evolutionary paths of oxylipin biosynthetic enzymes // Nature. 2008. V. 455. P. 363. https:doi: 10.1038/nature07307Grechkin A.N., Hamberg M. The “heterolytic hydroperoxide lyase” is an isomerase producing a short-lived fatty acid hemiacetal // Biochim. Biophys. Acta. 2004. V. 1636. P. 47. https:doi.org/10.1016/j.bbalip.2003.12.003Zimmerman D.C., Coudron C.A. Identification of traumatin, a wound hormone, as 12-oxo-trans-10-dodecenoic acid // Plant Physiol. 1979. V. 63. P. 536.Kunishima M., Yamauchi Y., Mizutani M., Kuse M.,Takikawa H.,Sugimoto Y. Identification of (Z)-3:(E)-2-hexenal isomerases essential to the production of the leaf aldehyde in plants // J. Biolog. Chem. 2016. V. 291. P. 14023. https:doi.org/10.1074/jbc.M116.726687Tanaka T., Ikeda A., Shiojiri K., Ozawa R., Shiki K., Nagai-Kunihiro N., Fujita K., Sugimoto K., Yamato K.T., Dohra H. Identification of a hexenal reductase that modulates the composition of green leaf volatiles // Plant Physiol. 2018. V. 178. P. 552. https:doi.org/10.1104/pp.18.00632D’Auria J.C., Pichersky E., Schaub A., Hansel A., Gershenzon J. Characterization of a BAHD acyltransferase responsible for producing the green leaf volatile (Z)-3-hexen-1-yl acetate in Arabidopsis thaliana // Plant J. 2007. V. 49. P. 194. https:doi.org/10.1111/j.1365-313X.2006.02946.xMatsui K., Sugimoto K., Mano J.i., Ozawa R., Takabayashi J. Differential metabolisms of green leaf volatiles in injured and intact parts of a wounded leaf meet distinct ecophysiological requirements // PloS One. 2012. V. 7. P. e36433. https:doi.org/10.1371/journal.pone.0036433Chehab E.W., Kaspi R., Savchenko T., Rowe H., Negre-Zakharov F., Kliebenstein D., Dehesh K. Distinct roles of jasmonates and aldehydes in plant-defense responses // PLoS One. 2008. V. 3. P. e1904. https:doi.org/10.1371/journal.pone.0001904Degtyaryov E., Pigolev A., Miroshnichenko D., Frolov A., Basnet A.T., Gorbach D., Leonova T., Pushin A.S., Alekseeva V., Dolgov S., Savchenko T. 12-Oxophytodienoate reductase overexpression compromises tolerance to Botrytis cinerea in hexaploid and tetraploid wheat // Plants. 2023. V. 12. P. 2050. https:www.mdpi.com/2223-7747/12/10/2050Pigolev A.V., Miroshnichenko D.N., Pushin A.S., Terentyev V.V., Boutanayev A.M., Dolgov S.V., Savchenko T.V. Overexpression of Arabidopsis OPR3 in hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) alters plant development and freezing tolerance // Inter. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 3989. https:www.mdpi.com/1422-0067/19/12/3989Savchenko T., Pearse I.S., Ignatia L., Karban R., Dehesh K. Insect herbivores selectively suppress the HPL branch of the oxylipin pathway in host plants // Plant J. 2013. V. 73. P. 653. https:onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/tpj.12064Bligh E., Dyer W.J. A rapid method of total lipid extraction and purification // J. Biochem. Physiol. 1959. V. 37. P. 911.Krivina E.S., Savchenko T.V., Tebina E.M., Shatilovich A.V., Temraleeva A.D. Morphology, phylogeny and fatty acid profiles of Meyerella similis from freshwater ponds and Meyerella krienitzii sp. nov. from soil (Trebouxiophyceae, Chlorophyta) // J. Appl. Phycol. 2023. V. 35. P. 2295. https:doi.org/10.1007/s10811-023-03038-4Cerezo S., Hernández M.L., Palomo-Ríos E., Gouffi N., García-Vico L., Sicardo M.D., Sanz C., Mercado J.A., Pliego-Alfaro F., Martínez-Rivas J.M. Modification of 13-hydroperoxide lyase expression in olive affects plant growth and results in altered volatile profile // Plant Sci. 2021. V. 313. P. 111083. https:doi.org/10.1016/j.plantsci.2021.111083Piesik D., Wenda-Piesik A., Lamparski R., Tabaka P., Ligor T., Buszewski B. Effects of mechanical injury and insect feeding on volatiles emitted by wheat plants // Entomologica Fennica. 2010. V. 21. P. 117. https:doi.org/10.33338/ef.84521Ullah S., Khan M.N., Lodhi S.S., Ahmed I., Tayyab M., Mehmood T., Din I.U., Khan M., Sohail Q., Akram M. Targeted metabolomics reveals fatty acid abundance adjustments as playing a crucial role in drought-stress response and post-drought recovery in wheat // Front. Genetics. 2022. V. 13. P. 972696. https:doi.org/10.3389/fgene.2022.972696Cavalheiro C.V., Picoloto R.S., Cichoski A.J., Wagner R., de Menezes C.R., Zepka L.Q., Da Croce D.M., Barin J.S. Olive leaves offer more than phenolic compounds – Fatty acids and mineral composition of varieties from Southern Brazil // Industrial Crops and Products. 2015. V. 71. P. 122. https:www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0926669015002447Engelberth J., Engelberth M. Variability in the capacity to produce damage-induced aldehyde green leaf volatiles among different plant species provides novel insights into biosynthetic diversity // Plants. 2020. V. 9. P. 213. https:www.mdpi.com/2223-7747/9/2/213Tong X., Qi J., Zhu X., Mao B., Zeng L., Wang B., Li Q., Zhou G., Xu X., Lou Y., He Z. The rice hydroperoxide lyase OsHPL3 functions in defense responses by modulating the oxylipin pathway // Plant J.: For Cell Mol. Biol. 2012. V. 71. P. 763. https:doi.org/10.1111/j.1365-313X.2012.05027.xNilsson A.K., Fahlberg P., Johansson O.N., Hamberg M., Andersson M.X., Ellerström M. The activity of HYDROPEROXIDE LYASE 1 regulates accumulation of galactolipids containing 12-oxo-phytodienoic acid in Arabidopsis // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 5133. https:doi.org/10.1093/jxb/erw278Savchenko T., Kolla V.A., Wang C.Q., Nasafi Z., Hicks D.R., Phadungchob B., Chehab W.E., Brandizzi F., Froehlich J., Dehesh K. Functional convergence of oxylipin and abscisic acid pathways controls stomatal closure in response to drought // Plant Physiol. 2014. V. 164. P. 1151. https:doi.org/10.1104/pp.113.234310Engelberth J., Seidl-Adams I., Schultz J.C., Tumlinson J.H. Insect elicitors and exposure to green leafy volatiles differentially upregulate major octadecanoids and transcripts of 12-oxo- phytodienoic acid reductases in Zea mays // Mol. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. P. 707. https:doi.org/10.1094/MPMI-20-6-0707Jiang Y., Ye J., Li S., Niinemets Ü. Methyl jasmonate-induced emission of biogenic volatiles is biphasic in cucumber: a high-resolution analysis of dose dependence // J. Exp. Bot. 2017. V. 20. P. 4679. https:doi: 10.1093/jxb/erx244Wang Y., Liu M., Ge D., Akhter Bhat J., Li Y., Kong J., Liu K., Zhao T. Hydroperoxide lyase modulates defense response and confers lesion-mimic leaf phenotype in soybean (Glycine max (L.) Merr.) // Plant J. 2020. V. 104. P. 1315. https:doi.org/10.1111/tpj.15002