Advances in Chemical PhysicsAdvances in Chemical PhysicsФизиология растений0015-33033034-624XThe Russian Academy of Sciences26188410.31857/S0015330324020051OBMHDYЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleХарактеристика стрессоустойчивой трансгенной линии пшеницы, сверхэкспрессирующей ген фермента биосинтеза жасмонатов, 12-оксофитодиеноатредуктазы AtOPR3Характеристика стрессоустойчивой трансгенной линии пшеницы, сверхэкспрессирующей ген фермента биосинтеза жасмонатов, 12-оксофитодиеноатредуктазы AtOPR3МирошниченкоД. Н.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruПиголевА. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruТихоновК. Г.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruДегтярёвЕ. А.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruЛещенкоЕ. Ф.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruАлексееваВ. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruПушинА. С.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruДолговС. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruБаснетА.
Germany
savchenko_t@rambler.ruГорбачД. П.
Germany
savchenko_t@rambler.ruЛеоноваТ. С.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruФроловА. А.
Germany
savchenko_t@rambler.ruСавченкоТ. В.
Russian Federation
savchenko_t@rambler.ruПущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наукФилиал Института биоорганической химии Российской академии наук им. М.М. Шемякина и Ю.А. ОвчинниковаПущинский филиал Российского биотехнологического университетаДепартамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. ЛейбницаДепартамент химии природных соединений, Институт биохимии растений им. ЛейбницаИнститут физиологии растений им. К.А. Тимирязева Российской академии наукПущинский научный центр биологических исследований, Институт фундаментальных проблем билогии Российской академии наук150320247121811921608202416082024Copyright ©; 2024, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2024, Российская академия наук2024Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://journals.rcsi.science/0015-3303/article/view/261884

Жасмонаты участвуют в регуляции защитных механизмов в растениях при неблагоприятных условиях среды, а также их роста и развития. В основном, знания о путях биосинтеза и передачи сигналов жасмонатов получены благодаря исследованию модельного двудольного растения Arabidopsis thaliana, однако их функции и молекулярные механизмы действия у однодольных растений, а именно у пшеницы, до сих пор остаются малоизученными. В данной работе мы исследовали устойчивость к стрессовым воздействиям мягкой пшеницы сорта Саратовская-60 и созданной на ее основе трансгенной линии (Tr-3) со сверхэкспрессией гена биосинтеза жасмонатов, 12-оксофитодиеноатредуктазы AtOPR3 (12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE 3) из Arabidopsis thaliana. Несмотря на высокий уровень экспрессии перенесенного гена AtOPR3, содержание жасмоновой кислоты и ее конъюгата с изолейцином оказалось неизменным в листьях интактных трансгенных растений. После механического повреждения листьев, содержание жасмоновой кислоты в изучаемой трансгенной линии Tr-3 оказалось даже ниже в сравнении с поврежденными нетрансгенными растениями пшеницы Саратовская-60. Различий в содержании 12-оксофитодиеновой кислоты и жасмоноил-изолейцина не было. При этом стресс-индуцированный уровень экспрессии собственных генов алленоксидсинтазы, регулируемых жасмонатами, в трансгенных растениях Tr-3 стал выше, в сравнении с нетрансгенным контролем. Трансгенные растения пшеницы проявили повышенную устойчивость к заражению некротрофным грибом Botrytis cinerea, а также к осмотическому стрессу, вызванному полиэтиленгликолем при прорастании семян. В листьях трансгенной линии Tr-3, зараженных B. сinerea, наблюдалась более высокая активность каталазы, фермента антиоксидантной системы, в сравнении с зараженными листьями нетрансгенных растений, что свидетельствует о ее возможной роли в повышении устойчивости Tr-3 к фитопатогену. Таким образом, немногочисленные данные об особенностях функционирования жасмонатной системы в пшенице дополнены новыми данными о роли экспрессии одного из ключевых генов биосинтеза жасмонатов, а именно 12-OXOPHYTODIENOATE REDUCTASE, в регуляции защитных ответов при пониженном стресс-индуцированном уровне жасмоновой кислоты.

Botrytis cinereaTriticum aestivumжасмонатыосмотический стресстрансгенная пшеница12-оксофитодиеноат-редуктазаустойчивостьРоссийский научный фондRussian Science Foundation22-16-00047Министерство науки и высшего образования Российской ФедерацииMinistry of Science and Higher Education of the Russian Federation122041100274-6Wang J., Song L., Gong X., Xu J., Li M. Functions of jasmonic acid in plant regulation and response to abiotic stress // Inter. J. Mol. Sci. 2020. V. 21. P. 1446. https://doi.org/10.3390/ijms21041446Пиголев А.В., Дегтярёв Е.А., Мирошниченко Д.Н., Савченко Т.В. Перспективы применения жасмонатов, салицилатов и абсцизовой кислоты в сельском хозяйстве для повышения стрессоустойчивости растений // Сельскохозяйственная биология. 2023. Т. 58. С. 3. https://doi.org/10.15389/agrobiology.2023.1.3rusWasternack C., Song S. Jasmonates: biosynthesis, metabolism, and signaling by proteins activating and repressing transcription // J. Exp. Bot. 2017. V. 68. P. 1303. https://doi.org/10.1093/jxb/erw443Koo A., Howe G. Catabolism and deactivation of the lipid-derived hormone jasmonoyl-isoleucine // Front. Plant Sci. 2012. V. 3. P. 19. https://doi.org/10.3389/fpls.2012.00019Heitz T., Smirnova E., Marquis V., Poirier L. Metabolic control within the jasmonate biochemical pathway // Plant Cell Physiol. 2019. V. 60. P. 2621. https://doi.org/10.1093/pcp/pcz172Wasternack C., Strnad M. Jasmonate signaling in plant stress responses and development – active and inactive compounds // New Biotechnol. 2016. V. 33. P. 604. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2015.11.001Song S., Qi T., Huang H., Ren Q., Wu D., Chang C., Peng W., Liu Y., Peng J., Xie D. The jasmonate-ZIM domain proteins interact with the R2R3-MYB transcription factors MYB21 and MYB24 to affect jasmonate-regulated stamen development in Arabidopsis // Plant cell. 2011. V. 23. P. 1000. https://doi.org/10.1105/tpc.111.083089Goossens J., Mertens J., Goossens A. Role and functioning of bHLH transcription factors in jasmonate signalling // J. Exp. Bot. 2016. V. 68. P. 1333. https://doi.org/10.1093/jxb/erw440Nakata M., Mitsuda N., Herde M., Koo A.J., Moreno J.E., Suzuki K., Howe G.A., Ohme-Takagi M. A bHLH-type transcription factor, ABA-INDUCIBLE BHLH-TYPE TRANSCRIPTION FACTOR/JA-ASSOCIATED MYC2-LIKE1, acts as a repressor to negatively regulate jasmonate signaling in Arabidopsis // Plant Cell. 2013. V. 25. P. 1641. https://doi.org/10.1105/tpc.113.111112Sasaki-Sekimoto Y., Jikumaru Y., Obayashi T., Saito H., Masuda S., Kamiya Y., Ohta H., Shirasu K. Basic helix-loop-helix transcription factors JASMONATE-ASSOCIATED MYC2-LIKE1 (JAM1), JAM2, and JAM3 are negative regulators of jasmonate responses in Arabidopsis // Plant Physiol. 2013. V. 163. P. 291. https://doi.org/10.1104/pp.113.220129Fonseca S., Fernandez-Calvo P., Fernandez G.M., Díez-Díaz M., Gimenez-Ibanez S., Lopez-Vidriero I., Godoy M., Fernandez-Barbero G., Van Leene J., De Jaeger G. bHLH003, bHLH013 and bHLH017 are new targets of JAZ repressors negatively regulating JA responses // PloS One. 2014. V. 9. P. e86182. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0086182Jiang Y., Liang G., Yang S., Yu D. Arabidopsis WRKY57 functions as a node of convergence for jasmonic acid–and auxin-mediated signaling in jasmonic acid–induced leaf senescence // Plant Cell. 2014. V. 26. P. 230. https://doi.org/10.1105/tpc.113.117838Hu P., Zhou W., Cheng Z., Fan M., Wang L., Xie D. JAV1 controls jasmonate-regulated plant defense // Molec. Cell. 2013. V. 50. P. 504. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2013.04.027Ali M.R.M., Uemura T., Ramadan A., Adachi K., Nemoto K., Nozawa A., Hoshino R., Abe H., Sawasaki T., Arimura G.I. The ring-type E3 ubiquitin ligase JUL1 targets the VQ-motif protein JAV1 to coordinate jasmonate signaling // Plant Physiol. 2019. V. 179. P. 1273. https://doi.org/10.1104/pp.18.00715Wasternack C. Jasmonates: an update on biosynthesis, signal transduction and action in plant stress response, growth and development // Ann. Bot. 2007. V. 100. P. 681. https://doi.org/10.1093/aob/mcm079Hu C., Wei C., Ma Q., Dong H., Shi K., Zhou Y., Foyer C.H., Yu J. Ethylene response factors 15 and 16 trigger jasmonate biosynthesis in tomato during herbivore resistance // Plant Physiol. 2021. V. 185. P. 1182. https://doi.org/10.1093/plphys/kiaa089Liu Y., Du M., Deng L., Shen J., Fang M., Chen Q., Lu Y., Wang Q., Li C., Zhai Q. MYC2 regulates the termination of jasmonate signaling via an autoregulatory negative feedback loop // Plant Cell. 2019. V. 31. P. 106. https://doi.org/10.1105/tpc.18.00405Shi R., Yu J., Chang X., Qiao L., Liu X., Lu L. Recent advances in research into jasmonate biosynthesis and signaling pathways in agricultural crops and products // Processes. 2023. V. 11. P. 736. https://doi.org/10.3390/pr11030736Pradhan M., Pandey P., Baldwin I.T., Pandey S.P. Argonaute4 Modulates Resistance to Fusarium brachygibbosum Infection by regulating jasmonic acid signaling // Plant Physiol. 2020. V. 184. P. 1128. https://doi.org/10.1104/pp.20.00171Chehab E.W., Kim S., Savchenko T., Kliebenstein D., Dehesh K., Braam J. Intronic T-DNA insertion renders Arabidopsis opr3 a conditional jasmonic acid-producing mutant // Plant Physiol. 2011. V. 156. P. 770. https://doi.org/10.1104/pp.111.174169Breithaupt C., Kurzbauer R., Lilie H., Schaller A., Strassner J., Huber R., Macheroux P., Clausen T. Crystal structure of 12-oxophytodienoate reductase 3 from tomato: self-inhibition by dimerization // Proc. Nat. Acad. Sci. 2006. V. 103. P. 14337. https://doi.org/10.1073/pnas.0606603103Zhu T., Herrfurth C., Xin M., Savchenko T., Feussner I., Goossens A., De Smet I. Warm temperature triggers JOX and ST2A-mediated jasmonate catabolism to promote plant growth // Nat. Commun. 2021. V. 12. P. 4804. https://doi.org/10.1038/s41467-021-24883-2Pigolev A.V., Miroshnichenko D.N., Pushin A.S., Terentyev V.V., Boutanayev A.M., Dolgov S.V., Savchenko T.V. Overexpression of Arabidopsis OPR3 in hexaploid wheat (Triticum aestivum L.) alters plant development and freezing tolerance // Inter. J. Mol. Sci. 2018. V. 19. P. 3989. https://doi.org/10.3390/ijms19123989Degtyaryov E., Pigolev A., Miroshnichenko D., Frolov A., Basnet A.T., Gorbach D., Leonova T., Pushin A.S., Alekseeva V., Dolgov S., Savchenko T. 12-Oxophytodienoate reductase overexpression compromises tolerance to Botrytis cinerea in hexaploid and tetraploid wheat // Plants (Basel). 2023. V. 12. P. 2050. https://doi.org/10.3390/plants12102050Tenea G.N., Bota A.P., Raposo F.C., Maquet A. Reference genes for gene expression studies in wheat flag leaves grown under different farming conditions // BMC Research Notes. 2011. V. 4. P. 373. https://doi.org/10.1186/1756-0500-4-373Rowe H.C., Kliebenstein D.J. Elevated genetic variation within virulence-associated Botrytis cinerea polygalacturonase loci // Molec. Plant-Microbe Interact. 2007. V. 20. P. 1126. https://doi.org/10.1094/MPMI-20-9-1126Savchenko T., Walley J.W., Chehab E.W., Xiao Y., Kaspi R., Pye M.F., Mohamed M.E., Lazarus C.M., Bostock R.M., Dehesh K. Arachidonic acid: an evolutionarily conserved signaling molecule modulates plant stress signaling networks // Plant Cell. 2010. V. 22. P. 3193. https://doi.org/10.1105/tpc.110.073858Hodges D.M., DeLong J.M., Forney C.F., Prange R.K. Improving the thiobarbituric acid-reactive-substances assay for estimating lipid peroxidation in plant tissues containing anthocyanin and other interfering compounds // Planta. 1999. V. 207. P. 604. https://doi.org/10.1007/s004250050524Ngo T.T., Lenhoff H.M. A sensitive and versatile chromogenic assay for peroxidase and peroxidase-coupled reactions // Analyt. Biochem. 1980. V. 105. P. 389. https://doi.org/10.1016/0003-2697(80)90475-3Giannopolitis C.N., Ries S.K. Superoxide dismutases: I. Occurrence in higher plants // Plant Physiol. 1977. V. 59. P. 309. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.309Полесская О.Г., Каширина Е.И., Алехина Н.Д. Изменение активности антиоксидантных ферментов в листьях и корнях пшеницы в зависимости от формы и дозы азота в среде // Физиология растений. 2004. Т. 51. С. 686. https://doi.org/10.1023/B:RUPP.0000040746.66725.77AbuQamar S., Moustafa K., Tran L.S. Mechanisms and strategies of plant defense against Botrytis cinerea // Critical reviews in biotechnology. 2017. V. 37. P. 262. https://doi.org/10.1080/07388551.2016.1271767Wan S., Xin X.F. Regulation and integration of plant jasmonate signaling: a comparative view of monocot and dicot // J. Genet. Genom. = Yi chuan xue bao. 2022. V. 49. P. 704. https://doi.org/10.1016/j.jgg.2022.04.002Egusa M., Ozawa R., Takabayashi J., Otani H., Kodama M. The jasmonate signaling pathway in tomato regulates susceptibility to a toxin-dependent necrotrophic pathogen // Planta. 2009. V. 229. P. 965. https://doi.org/10.1007/s00425-009-0890-xLi N., Han X., Feng D., Yuan D., Huang L.J. Signaling crosstalk between salicylic acid and ethylene/jasmonate in plant defense: do we understand what they are whispering? // Inter. J. Mol. Sci. 2019. V. 20. P. 671. https://doi.org/10.3390/ijms20030671Ferrari S., Plotnikova J.M., De Lorenzo G., Ausubel F.M. Arabidopsis local resistance to Botrytis cinerea involves salicylic acid and camalexin and requires EDS4 and PAD2, but not SID2, EDS5 or PAD4 // Plant J. 2003. V. 35. P. 193. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.2003.01794.xLorenzo O., Chico J.M., Sánchez-Serrano J.J., Solano R. JASMONATE-INSENSITIVE1 encodes a MYC transcription factor essential to discriminate between different jasmonate-regulated defense responses in Arabidopsis // Plant Cell. 2004. V. 16. P. 1938. https://doi.org/10.1105/tpc.022319Aerts N., Pereira Mendes M., Van Wees S.C.M. Multiple levels of crosstalk in hormone networks regulating plant defense // Plant J. 2021. V. 105. P. 489. https://doi.org/10.1111/tpj.15124Zhang Y., Wang H.L., Li Z., Guo H. Genetic network between leaf senescence and plant immunity: crucial regulatory nodes and new insights // Plants (Basel). 2020. V. 9. P. 495. https://doi.org/10.3390/plants9040495Yuan H.M., Liu W.C., Lu Y.T. CATALASE2 coordinates SA-mediated repression of both auxin accumulation and JA biosynthesis in plant defenses // Cell Host Microbe. 2017. V. 21. P. 143. https://doi.org/10.1016/j.chom.2017.01.007Bi K., Liang Y., Mengiste T., Sharon A. Killing softly: a roadmap of Botrytis cinerea pathogenicity // Trends Plant Sci. 2023. V. 28. P. 211. https://doi.org/10.1016/j.tplants.2022.08.024Wang Y., Mostafa S., Zeng W., Jin B. Function and mechanism of jasmonic acid in plant responses to abiotic and biotic stresses // Inter. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. 8568. https://doi.org/10.3390/ijms22168568Ji Y., Liu J., Xing D. Low concentrations of salicylic acid delay methyl jasmonate-induced leaf senescence by up-regulating nitric oxide synthase activity // J. Exp. Bot. 2016. V. 67. P. 5233. https://doi.org/10.1093/jxb/erw280